Hologic Aptima Combo 2 Assay, Panther 100; Aptima Combo 2 Assay, Panther 250; Aptima Combo 2 Assay, Tigris; Aptima Combo 2 Assay, DTS Mode d'emploi

Aptima Combo 2
™
Aptima Combo 2 Assay
™
Pour diagnostic in vitro.
Reserve a l’exportation americaine.
Renseignements généraux . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Usage prévu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Résumé et explication du test . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Principes de la procédure . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4
Avertissements et précautions . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 5
Conditions d’entreposage et de manipulation des réactifs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9
Prélèvement et entreposage des échantillons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10
Interprétation du test – CQ/Résultats patients . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39
Limites . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42
Valeurs attendues pour les DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45
DTS Systems Performance clinique . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 47
Performance analytique des DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System . . . . . . . . . . . . 74
Performance analytique du Tigris DTS System . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80
Performance clinique du Panther System avec des échantillons extragénitaux . . . 84
Performance analytique du Panther System . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 92
Bibliographie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 95
Tigris™ DTS™ System
DTS™ Systems
Tigris DTS System ..........................................................25
Réactifs et matériel fournis ...........................................25
Matériel requis et disponible séparément .....................26
Matériel facultatif ..........................................................27
Procédure de test pour le Tigris DTS System ..............27
Remarques concernant la procédure ...........................30
DTS Systems ...................................................................12
Réactifs et matériel fournis ...........................................12
Matériel requis et disponible séparément .....................13
Matériel facultatif ..........................................................14
Procédure de test à l’aide des DTS Systems ...............15
Remarques concernant la procédure ...........................21
Panther™ System
Panther System ...............................................................32
Réactifs et matériel fournis ...........................................32
Matériel requis et disponible séparément .....................33
Matériel facultatif ..........................................................34
Procédure de test pour le Panther System ...................35
Remarques concernant la procédure ...........................38
Aptima Combo 2 Assay
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502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Renseignements généraux
Renseignements généraux
Usage prévu
Le test Aptima Combo 2™ est un test par sonde d’acide nucléique pour l’amplification de cible
qui utilise la capture de cible pour la détection qualitative et la différenciation in vitro de l’ARN
ribosomique (ARNr) de Chlamydia trachomatis (CT) et/ou de Neisseria gonorrhoeae (GC). Ce
test facilite le diagnostic des infections à Chlamydia et/ou gonococciques au moyen du Tigris™
DTS™ System ou du Panther System™, ou en utilisant des DTS Systems semi-automatiques,
comme indiqué. Ce test peut être employé pour analyser les échantillons suivants provenant
d’individus symptomatiques et asymptomatiques : échantillons endocervicaux ou vaginaux
féminins et échantillons urétraux masculins collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon;
échantillons d’urine féminins et masculins. Le test peut être utilisé pour vérifier les échantillons
prélevés par les patientes à l’aide d’un écouvillon vaginal et provenant d’individus
symptomatiques1. Ce test est aussi prévu pour être utilisé avec les tests d’échantillons
gynécologiques de patientes à la fois symptomatiques et asymptomatiques. Les échantillons
cervicaux provenant de patientes à la fois symptomatiques et asymptomatiques collectés dans
les flacons PreservCyt™ Solution peuvent être testés avant ou après le traitement du frottis.
Seuls les échantillons traités avec les systèmes ThinPrep™ 2000 et ThinPrep 5000 peuvent être
testés après le frottis. Sur le Panther System, le test peut être employé pour vérifier des
échantillons pharyngés et rectaux sur écouvillon.
Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal offrent une option de dépistage
chez les femmes lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué. Le kit de prélèvement
d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima n’a pas été évalué pour une utilisation à domicile.
1
Résumé et explication du test
En 2015, l’Agence de la santé publique du Canada a recensé, sur le territoire canadien, un
nombre de cas de nouvelles infections à CT estimé à 116 499 (325 cas sur 100 000) et un
nombre de cas de nouvelles infections à GC estimé à 19 845 (55,4 cas sur 100 000).
Comparativement à 2010, les données indiquent une augmentation de 65,4 % des cas
d’infections à GC et une hausse de 16,7 % des cas d’infections à CT (10).
Les Chlamydiae sont des bactéries intracellulaires strictes, non motiles et gram-négatives.
L’espèce CT se compose de quinze sérotypes (A, B, Ba, C, D, E, F, G, H, I, J, K, L1, L2 et L3)
susceptibles de provoquer des maladies chez l’homme (52). Les sérotypes D à K constituent
la principale cause d’infections génitales à chlamydia chez l’homme et la femme (40).
C. trachomatis peut provoquer des urétrites, des épididymites, des rectites, des cervicites, des
salpingites aiguës et des atteintes inflammatoires pelviennes (AIP) non gonococciques (7, 24,
42, 43). Les infections à C. trachomatis sont souvent asymptomatiques chez l’homme et la
femme. Les enfants nés de mères infectées présentent un risque sensiblement plus élevé de
conjonctivites à inclusions et de pneumonies à chlamydia (1, 18, 41).
Traditionnellement, plusieurs méthodes de détection de CT ont été utilisées en laboratoire
clinique, notamment la culture de cellules, l’épreuve d’immunofluorescence directe et
l’épreuve immunoenzymatique. Parmi les méthodologies plus récentes de détection
de CT figurent les tests de sonde d’ADN directs ainsi que les tests d’amplification de l’acide
nucléique (TAAN) à l’aide de sondes d’ADN. Auparavant, la culture de cellules était
considérée comme la « norme de référence » pour la détection de CT. Bien que la culture
soit particulièrement précise, les publications scientifiques ont démontré que les technologies
TAAN à l’aide de sondes d’ADN offrent une sensibilité clinique supérieure aux cultures
(6, 15, 26, 46). En raison de sa sensibilité clinique plus faible et d’une performance variable
d’un laboratoire à l’autre, la culture a été remplacée dans de nombreux laboratoires par les
tests de sonde d’ADN directs et les TAAN.
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
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Renseignements généraux
N. gonorrhoeae est l’agent responsable des maladies gonococciques. Les N. gonorrhoeae
sont des diplocoques gram-négatifs non motiles. La majorité des infections gonococciques
prennent la forme d’infections du tractus génital inférieur dénuées de complications et
peuvent être asymptomatiques. Toutefois, si elles ne sont pas traitées chez la femme,
ces infections peuvent remonter vers l’utérus et provoquer des atteintes inflammatoires
pelviennes (AIP). Ces AIP se manifestent sous forme d’endométrites, de salpingites, de
pelvipéritonites et d’abcès ovario-tubaires. Chez l’homme, la gonococcie peut se voir
amplifiée par une épididymite. Dans de rares cas, elle peut entraîner une infertilité (6).
Un faible pourcentage des personnes souffrant d’infections gonococciques peut développer
des infections gonococciques disséminées (DGI) (23, 31).
Le diagnostic conventionnel de l’infection à GC nécessite l’isolation de l’organisme dans un
support sélectif ou l’observation des diplocoques sur des frottis à coloration de Gram (25).
Les méthodes de culture peuvent offrir une bonne sensibilité clinique, mais elles dépendent
fortement de la qualité de la manipulation des échantillons. De mauvaises conditions de
conservation ou de transport des échantillons peuvent affecter la viabilité des organismes
et donner des résultats faussement négatifs. En outre, des techniques d’échantillonnages
médiocres, du matériel d’échantillonnage toxique et l’inhibition de la croissance par des
composants de sécrétion corporelle, peuvent également entraîner des résultats faussement
négatifs (12, 27). Mis à part les cultures, les méthodes pour la détection de GC comprennent
les tests de sonde d’ADN directs ainsi que les TAAN.
Les infections à CT et à GC peuvent se manifester avec des symptômes de cervicites,
de vulvovaginites, d’urétrites, de pharyngites ou de rectites. Compte tenu des taux élevés
d’infections concomitantes, des échantillons doivent être prélevés afin d’établir le diagnostic
d’infections gonococciques et à Chlamydia. Les TAAN constituent les tests les plus sensibles
et les plus spécifiques pour le dépistage systématique et le diagnostic des cas
symptomatiques. Les échantillons admissibles pour le diagnostic d’infections génitales incluent
les écouvillons vaginaux, les échantillons d’urine, les écouvillons urétraux et endocervicaux.
Les échantillons auto-prélevés sur écouvillon vaginal en milieu clinique sont admis lorsqu’un
examen pelvien n’est pas justifié ni accepté. Selon les données, les TAAN permettent
d’identifier autant, voire un plus grand nombre de femmes infectées en utilisant des écouvillons
vaginaux comparé aux écouvillons cervicaux ou urétraux ou aux échantillons d’urine (9).
En particulier, de nombreux patients atteints d’infections gonococciques ou à Chlamydia
rectales ou pharyngées sont asymptomatiques et ne présentent aucune infection génitale
simultanée. Par conséquent, elles ne pourraient pas être diagnostiquées sans la réalisation
d’un test au niveau de ces réservoirs anatomiques potentiels (28).
De récentes directives, telles que le Rapport de recommandations sur les tests en laboratoire
MMWR 2014 des CDC (2014 MMWR Laboratory Testing Recommendation Report) et les
Lignes directrices canadiennes sur les infections transmissibles sexuellement de l’ASPC,
recommandent les TAAN validés comme méthode de choix pour détecter des infections à
Chlamydia trachomatis et à Neisseria gonorrhoeae au niveau des sites rectaux et oropharyngés.
La première génération de TAAN pour CT et GC présentait des problèmes techniques qui en
ont limité la performance. Ces problèmes étaient notamment liés à la difficulté de traitement
des échantillons et à leur inhibition pouvant introduire des résultats faussement négatifs (11,
16, 21, 29, 39, 47, 50, 51). Le test Aptima Combo 2 est un TAAN de deuxième génération
qui utilise les technologies de capture de cible, d’amplification par transcription
(Transcription-Mediated Amplification, TMA ™), ainsi que le double test cinétique (Dual Kinetic
Assay, DKA) pour simplifier le traitement des échantillons, amplifier l’ARNr cible et détecter
l’amplicon, respectivement. Des études récentes comparant la performance et l’inhibition des
échantillons avec divers systèmes d’amplification ont démontré les avantages des
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
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Renseignements généraux
technologies de capture de cible, de la TMA et du DKA (13, 19). Le test Aptima Combo 2
détecte les ARNr de CT et/ou de GC dans les échantillons endocervicaux, vaginaux,
pharyngés, rectaux et urétraux masculins collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon,
les échantillons vaginaux collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon, les échantillons de
frottis en milieu liquide PreservCyt, et les échantillons d’urine masculins et féminins
provenant d’individus symptomatiques et asymptomatiques.
Principes de la procédure
Le test AptimaCombo 2 associe les technologies de capture de cible, de la TMA et du DKA.
Les échantillons sont collectés et transférés dans leurs tubes de transport d’échantillon
respectifs. Les solutions de transport de ces tubes libèrent les cibles d’ARNr et les
empêchent de se détériorer pendant la période de conservation. Lorsque le test
Aptima Combo 2 est réalisé en laboratoire, les molécules de l’ARNr cibles sont isolées
à partir des échantillons à l’aide d’oligomères de capture par la méthode dite de « capture
de cible » qui fait appel à des microparticules magnétiques. Les oligomères de capture
contiennent les séquences complémentaires à des régions précises des molécules cibles de
même qu’une chaîne de résidus de désoxyadénosine. Un oligomère de capture distinct est
utilisé pour chaque cible. Lors de l’étape d’hybridation, les régions spécifiques de la
séquence des oligomères de capture se fixent sur des régions précises des molécules
cibles. Le complexe oligomère de capture/cible est ensuite capturé hors de la solution par la
réduction de la température de la réaction à température ambiante. Cette réduction de
température permet à l’hybridation de se produire entre la région désoxyadénosine de
l’oligomère de capture et les molécules de poly-désoxythimidine liées par covalence aux
particules magnétiques. Les microparticules, y compris les molécules cible capturées
auxquelles elles sont liées, sont attirées sur la paroi du tube de réaction par des aimants,
et le surnageant est aspiré. Les particules sont lavées afin d’éliminer la matrice résiduelle
de l’échantillon qui peut contenir des inhibiteurs de la réaction d’amplification. Une fois les
étapes de capture de cible terminées, les échantillons sont prêts à l’amplification.
Les tests d’amplification de cible reposent sur la capacité des amorces d’oligonucléotides
complémentaires de s’hybrider spécifiquement et de permettre l’amplification enzymatique
des brins de l’acide nucléique cible. Le test Aptima Combo 2 réplique une région spécifique
de l’ARNr 23S de CT et une région spécifique de l’ARNr 16S de GC via des formes
intermédiaires d’ADN. On utilise un seul jeu d’amorces pour chaque molécule cible. La
détection des séquences du produit de l’amplification de l’ARNr (amplicon) s’effectue par
l’hybridation de l’acide nucléique. Des sondes d’ADN chimioluminescentes monocaténaires,
qui sont complémentaires à une région de l’amplicon cible, sont marquées avec différentes
molécules d’ester d’acridinium. Les sondes d’ADN marquées se combinent à l’amplicon pour
former des hybrides ARN:ADN stables. Le réactif de sélection différencie la sonde hybridée
de celle qui ne l’est pas, éliminant ainsi la génération de signal par la sonde non hybridée.
Lors de l’étape de détection, la lumière émise par les hybrides ARN:ADN marqués est
mesurée en signaux de photons dans un luminomètre et exprimée en unités relatives de
lumière (RLU). Dans la méthode DKA, le signal est différencié selon les différences qui
existent dans les profils cinétiques des sondes marquées CT et GC; ces profils cinétiques
proviennent de mesures de l’émission de photons pendant la durée de lecture. La réaction
de détection chimioluminescente du signal de CT a une cinétique très rapide et un profil
cinétique de type « signal éclair ». La réaction de détection chimioluminescente du signal de
GC est relativement plus lente et son profil cinétique est de type « signal brillant ». Les
résultats du test sont déterminés par des valeurs limites basées sur les unités RLU totales et
le type de courbe cinétique.
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
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Renseignements généraux
Avertissements et précautions
A. Pour diagnostic in vitro.
B. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle
de la contamination avec le Tigris DTS System, consulter le Manuel de l’utilisateur du
Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual).
C. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle
de la contamination avec le Panther System, consulter le Manuel de l’utilisateur du
Panther System (Panther System Operator’s Manual).
Recommandations concernant les laboratoires
D. Le test n’a pas été évalué dans des populations de patients présentant une prévalence
faible pour les infections à Chlamydiae; ainsi, la performance du test dans un
environnement où la prévalence est faible n’a pas été établie.
E. N’utiliser que le matériel de laboratoire jetable fourni ou recommandé.
F. Appliquer les précautions de laboratoire habituelles. Ne pas manger, boire ou fumer dans
les zones de travail signalées. Porter des gants jetables sans poudre, des lunettes de
protection et une blouse de laboratoire pour manipuler les échantillons et les réactifs du
kit. Bien se laver les mains après avoir manipulé les échantillons et les réactifs du kit.
G. Avertissement : Irritant et corrosif : Évitez tout contact d’Auto Detect 2 avec la peau,
les yeux et les muqueuses. Si ce liquide entre en contact avec la peau ou les yeux,
lavez-les à l’eau. Si ce liquide est déversé, diluez-le avec de l’eau avant de l’essuyer.
H. Les plans de travail, les pipettes et le matériel utilisé doivent être régulièrement
décontaminés à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M
à 0,5 M).
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
I.
Il est fortement recommandé de réserver un espace de travail spécifique au test DKA
pour minimiser la contamination par l’amplicon lors du test. Cet espace de travail devrait
être éloigné du lieu de préparation du réactif, de capture de cible et d’amplification.
J. Pour éviter la contamination des différentes zones du laboratoire par l’amplicon, le sens
de travail du laboratoire devrait être unidirectionnel : de la préparation des réactifs vers le
DKA. Les échantillons, le matériel et les réactifs ne doivent pas être ramenés là où une
étape précédente a été effectuée. De la même manière, le personnel ne devra pas
retourner dans les zones de travail des étapes précédentes sans s’entourer de
précautions adéquates pour éviter toute contamination.
Recommandations concernant les échantillons
K. Cette méthode a été testée en utilisant uniquement des échantillons endocervicaux et
urétraux masculins sur écouvillon, des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt,
des échantillons vaginaux sur écouvillon et des échantillons d’urine masculins et
féminins. Les échantillons pharyngés et rectaux sur écouvillon n’ont été validés que pour
être utilisés avec le test sur le Panther System.
Les échantillons gynécologiques collectés pour être préparés avec le système
ThinPrep 2000 ou le système ThinPrep 5000 devraient être collectés uniquement au
moyen de dispositifs de type balai ou brosse/spatule en plastique endocervicaux.
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Aptima Combo 2
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Renseignements généraux
L. Les dates de péremption figurant sur les kits de collecte concernent le site de collecte,
et non l’établissement effectuant les tests. Les échantillons collectés avant la date de
péremption du kit de collecte, puis transportés et conservés conformément à la notice du
test, sont valides pour être testés même si la date de péremption du tube de collecte est
dépassée.
M. La solution PreservCyt a été validée comme milieu de remplacement pour les analyses
effectuées avec le test Aptima Combo 2. Les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt traités avec le processeur ThinPrep 3000 ou d’autres instruments n’ont pas
été évalués pour la détection de Chlamydia trachomatis et de Neisseria gonorrhoeae au
moyen du test Aptima Combo 2.
N. Une fois l’urine versée dans le tube de transport d’urine, le niveau de liquide de ce tube
doit se situer entre les deux lignes indicatrices noires sur l’étiquette du tube. Dans le cas
contraire, l’échantillon doit être rejeté.
O. Observer des conditions de conservation adéquates pendant le transport des échantillons
pour préserver leur intégrité. La stabilité des échantillons dans des conditions de
transport autres que celles recommandées n’a pas été évaluée.
P. Les échantillons peuvent être infectieux. Respecter les précautions universelles lors de la
réalisation de ce test. Le responsable du laboratoire devra avoir établi des méthodes de
manipulation et d’élimination des déchets adéquates. Seul le personnel ayant reçu une
formation adéquate pour manipuler des substances infectieuses devrait être autorisé
à effectuer cette procédure de diagnostic.
Q. Éviter toute contamination croisée lors des étapes de manipulation des échantillons. Les
échantillons peuvent contenir des taux d’organismes très importants. Veiller à éviter tout
contact entre les différents récipients d’échantillons et à ne pas passer au-dessus d’un
récipient ouvert en jetant le matériel usagé. Changer de gants en cas de contact avec
l’échantillon.
R. Si le laboratoire reçoit un tube de transport d’échantillons sur écouvillon ne contenant pas
d’écouvillon ou contenant deux écouvillons, un écouvillon de nettoyage ou un écouvillon
non fourni par Hologic, l’échantillon doit être rejeté. Avant de rejeter un tube de transport
d’échantillons ne contenant pas d’écouvillon, vérifier qu’il ne s’agit pas d’un tube de
transfert d’échantillons Aptima, étant donné que ce type de tube ne contient pas
d’écouvillon
S. Dans le cas des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, effectuer leur collecte
conformément aux instructions du fabricant. Les aliquotes qui ont été retirées
ultérieurement du flacon PreservCyt pour être analysées au moyen du test Aptima
Combo 2 doivent être traitées en utilisant uniquement le kit de transfert d’échantillons
Aptima.
T. Si le bouchon d’un tube de transport Aptima venait à être perforé, le liquide pourrait
s’écouler sous certaines conditions. Suivre les instructions de la Procédure de test
appropriée afin d’éviter cette situation.
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
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Renseignements généraux
Recommandations concernant les tests
U. Les performances du test Aptima Combo 2 n’ont pas été évaluées chez les adolescents
de moins de 14 ans.
V. Ne pas utiliser ce kit après la date de péremption.
W. Ne pas échanger, mélanger ni combiner les réactifs de test des kits portant différents
numéros de lot de référence. Il est possible d’utiliser les témoins et les solutions
provenant de kits Aptima portant différents numéros de lot.
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
X. Des embouts de pipette munis de filtres hydrophobes doivent être utilisés. Au moins
deux pipeteurs à répétition doivent être dédiés à une utilisation pour ce test : un premier
pour les étapes de capture de cible et d’amplification, et un deuxième pour les étapes du
DKA. Deux micro-pipeteurs doivent être réservés à une utilisation pour ce test : un
premier pour le transfert des échantillons et un deuxième pour la préparation des réactifs.
Tous les pipeteurs doivent être régulièrement nettoyés conformément aux instructions
indiquées sous Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Remarques concernant la
procédure.
Y. Si des pipeteurs à répétition sont utilisés pour ajouter des réactifs, ne pas toucher le tube
avec l’embout de la pipette afin d’éviter toute contamination d’un tube à l’autre.
Z. Un mélange adéquat est nécessaire pour obtenir des résultats de test précis. Pour de
plus amples détails, consulter Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Remarques
concernant la procédure.
AA.Réserver des bains-marie distincts aux étapes de capture de cible, d’amplification et du
DKA lors du test.
AB.Les cartes de protection doivent être jetées dans le récipient à déchets immédiatement
après avoir été retirées des tubes réactionnels. Des cartes de protection neuves doivent
toujours être utilisées; elles ne doivent jamais être réutilisées d’une étape à l’autre. Les
cartes de protection doivent être fermement apposées sur le dessus de tous les tubes de
réaction.
AC.L’étiquette de certains réactifs de ce kit porte des symboles de risque et de sécurité.
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Renseignements généraux
Remarque: Pour des renseignements sur la communication des risques, consulter la
Safety Data Sheet Library (bibliothèque de fiches signalétiques) à l’adresse
www.hologicsds.com.
Renseignements canadiens sur les dangers
Tampon pour solution de désactivation
Hydroxyde de sodium à 1–5 %
AVERTISSEMENT
H315 – Provoque une irritation cutanée
H319 – Provoque une sévère irritation des yeux
P264 – Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après
manipulation
P280 – Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection
des yeux/du visage
P305 + P351 + P338 – EN CAS DE CONTACT AVEC LES YEUX : rincer avec précaution à l’eau
pendant plusieurs minutes. Enlever les lentilles de contact si la victime en porte et si elles peuvent
être facilement enlevées. Continuer à rincer
P337 + P313 – Si l’irritation oculaire persiste : consulter un médecin
P302 + P352 – EN CAS DE CONTACT AVEC LA PEAU : laver abondamment à l’eau et au savon
P332 + P313 – En cas d’irritation cutanée : consulter un médecin
P362 – Enlever les vêtements contaminés et les laver avant réutilisation
Huile Aptima
Polydiméthylsiloxane à 95 – 100 %
AVERTISSEMENT
H315 – Provoque une irritation cutanée
H319 – Provoque une sévère irritation des yeux
P264 – Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après
manipulation
P280 – Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection
des yeux/du visage
P305 + P351 + P338 – EN CAS DE CONTACT AVEC LES YEUX : rincer avec précaution à l’eau
pendant plusieurs minutes. Enlever les lentilles de contact si la victime en porte et si elles peuvent
être facilement enlevées. Continuer à rincer
P337 + P313 – Si l’irritation oculaire persiste : consulter un médecin
P302 + P352 – EN CAS DE CONTACT AVEC LA PEAU : laver abondamment à l’eau et au savon
P332 + P313 – En cas d’irritation cutanée : consulter un médecin
P362 – Enlever les vêtements contaminés et les laver avant réutilisation
Selection Reagent (réactif de sélection)
Acide borique à 1–5 %
AVERTISSEMENT
H315 – Provoque une irritation cutanée
H319 – Provoque une sévère irritation des yeux
P264 – Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après
manipulation
P280 – Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection
des yeux/du visage
P305 + P351 + P338 – EN CAS DE CONTACT AVEC LES YEUX : rincer avec précaution à l’eau
pendant plusieurs minutes. Enlever les lentilles de contact si la victime en porte et si elles peuvent
être facilement enlevées. Continuer à rincer
P337 + P313 – Si l’irritation oculaire persiste : consulter un médecin
P302 + P352 – EN CAS DE CONTACT AVEC LA PEAU : laver abondamment à l’eau et au savon
P332 + P313 – En cas d’irritation cutanée : consulter un médecin
P362 – Enlever les vêtements contaminés et les laver avant réutilisation
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Renseignements généraux
Conditions d’entreposage et de manipulation des réactifs
A. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 2 °C et 8 °C (réfrigérés) :
Réactif d’amplification Aptima Combo 2
Réactif enzymatique Aptima Combo 2
Réactif-sonde Aptima Combo 2
Réactif de capture de cible B Aptima Combo 2
Témoin positif CT/témoin négatif GC Aptima
Témoin positif GC/témoin négatif CT Aptima
B. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 2 °C et 30 °C :
Solution de reconstitution de l’amplification Aptima Combo 2
Solution de reconstitution enzymatique Aptima Combo 2
Solution de reconstitution de sonde Aptima Combo 2
Réactif de sélection Aptima Combo 2
C. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 15 °C et 30 °C
(température ambiante) :
Réactif de capture de cible
Solution de lavage Aptima
Tampon Aptima pour solution de désactivation
Réactif huileux Aptima
D. La préparation de réactif de capture de cible (wTCR) est stable pendant 30 jours lorsqu’il
est conservé entre 15 °C et 30 °C. Ne pas réfrigérer.
E. Une fois reconstitués, le réactif enzymatique, le réactif d’amplification et le réactif-sonde
restent stables pendant 30 jours s’ils sont conservés entre 2 °C et 8 °C.
F. Jeter tout réactif reconstitué et wTCR non utilisé au bout de 30 jours ou après la date de
péremption du lot de référence si celle-ci survient avant.
G. Les témoins sont stables jusqu’à la date indiquée sur les flacons.
H. Si des réactifs sont conservés en restant intégrés dans le Tigris DTS System, leur
stabilité intégrée ne dépassera pas 48 heures.
I.
Les réactifs chargés dans le Panther System sont stables pendant 72 heures une fois
chargés.
J. Le réactif-sonde et le réactif-sonde reconstitué sont photosensibles. Conserver les
réactifs à l’abri de la lumière. La stabilité reconstituée indiquée est basée sur une
exposition de 12 heures du réactif-sonde reconstitué à deux ampoules fluorescentes de
60 W situées à 43 cm (17 po) de distance et à une température inférieure à 30 °C.
L’exposition du réactif-sonde reconstitué à la lumière doit être limitée en conséquence.
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
™
Renseignements généraux
K. Lorsqu’ils parviennent à température ambiante, certains tubes de solution témoin peuvent
être troubles ou contenir des précipités. La turbidité ou la précipitation associée à ces
témoins n’a aucune influence sur leur rendement. Les témoins peuvent être utilisés peu
importe qu’ils soient limpides ou troubles/précipités. Si l’on souhaite travailler avec des
contrôles limpides, il est possible d’accélérer la solubilisation en les incubant aux valeurs
maximales de la plage de température ambiante (15 °C à 30 °C).
L. Ne pas congeler les réactifs.
Prélèvement et entreposage des échantillons
Le test Aptima Combo 2 est conçu pour détecter la présence de CT et de GC dans les
échantillons vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon, les échantillons endocervicaux et
urétraux masculins collectés à l’aide d’un écouvillon, les échantillons pharyngés et rectaux
collectés à l’aide d’un écouvillon, les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, et
les échantillons d’urine masculins et féminins. Le rendement du test sur des échantillons
autres que ceux collectés à l’aide des kits de collecte d’échantillons suivants n’a pas été
évalué :
• Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour échantillons
endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon
• Kit de collecte d’urine Aptima pour échantillons d’urine masculins et féminins
• Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima
• Le kit de transfert d’échantillons Aptima (pour les échantillons gynécologiques collectés
dans la solution PreservCyt)
A. Instructions de collecte :
Consulter la notice du test correspondant au kit de collecte d’échantillons utilisé pour les
instructions concernant le prélèvement.
B. Transport et conservation des échantillons avant le test :
1. Échantillons génito-urinaires sur écouvillon :
a. Une fois l’échantillon collecté à l’aide d’un écouvillon, le transporter et le conserver
dans le tube de transport d’échantillons sur écouvillon entre 2 °C et 30 °C jusqu’à la
réalisation du test. Les échantillons doivent être testés avec le test Aptima Combo 2
dans les 60 jours qui suivent leur collecte. Si une conservation plus longue est
nécessaire, congeler les échantillons urogénitaux dans le tube de transport
d'échantillons sur écouvillon dans les sept jours qui suivent la collecte entre -20 C
to -70 C, afin de permettre la réalisation du test jusqu'à 12 mois après la collecte
(voir Études de la stabilité des échantillons).
2. Échantillons extragénitaux (pharyngés et rectaux) sur écouvillon
a. Une fois l’échantillon collecté à l’aide d’un écouvillon, le transporter et le conserver
dans le tube de transport d’échantillons sur écouvillon entre 4 °C et 30 °C ou entre
-20 °C et -70 °C jusqu’à la réalisation du test. Les échantillons doivent être testés
avec le test Aptima Combo 2 dans les 60 jours qui suivent leur collecte (consulter
Étude de la stabilité et manipulation des échantillons extragénitaux).
3. Échantillons d’urine :
a. Maintenir l'échantillon d'urine entre 2 °C et 30 °C après le prélèvement et le
transférer dans le tube de transport d’échantillons d'urine d'Aptima dans les
24 heures qui suivent la collecte. Transporter au laboratoire dans le contenant de
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
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Renseignements généraux
collecte principal ou dans le tube de transport entre 2 °C et 30 °C. Conserver entre
2 °C et 30 °C et tester les échantillons d'urine traités avec le test Aptima Combo 2
dans les 30 jours qui suivent la collecte.
b. Si une conservation plus longue est nécessaire, congeler les échantillons d’urine
dans le tube de transport d’échantillons d'urine d'Aptima dans les sept jours qui
suivent la collecte entre -20 C entre -70 C, afin de permettre la réalisation du test
jusqu'à 12 mois après la collecte (voir Études de la stabilité des échantillons).
4. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt :
a. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt destinés aux tests CT et/ou GC
doivent être utilisés, en ce qui concerne la cytologie et/ou transférés dans un tube de
transfert d’échantillon Aptima, dans les 30 jours qui suivent leur collecte lorsqu’ils sont
conservés entre 2 °C et 30 °C (voir Études de la stabilité des échantillons).
b. Si la procédure de retrait d’une aliquote ThinPrep est utilisée, se référer au Manuel de
l’utilisateur du processeur ThinPrep 2000, ThinPrep 3000 ou ThinPrep 5000 Addendum (ThinPrep 2000, ThinPrep 3000, or ThinPrep 5000 Processor Operator’s
Manual—Addendum) pour obtenir des renseignements sur la procédure de retrait
d’une aliquote. Transférer 1 mL de l’aliquote collectée dans un tube de transfert
d’échantillon Aptima conformément à la notice du kit de transfert d’échantillons Aptima.
c. Si l'échantillon est analysé après un traitement à l'aide du processeur
ThinPrep 2000 ou ThinPrep 5000, traitez l'échantillon de frottis en milieu liquide
PreservCyt conformément au Manuel de l’utilisateur du processeur ThinPrep 2000
ou ThinPrep 5000 et à la notice du kit de transfert d’échantillons Aptima. Transférer
1 mL du liquide restant dans le flacon de solution PreservCyt dans un tube de
transfert d’échantillon Aptima conformément à la notice de test du kit de transfert
d’échantillons Aptima.
d. Une fois l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt transféré dans le tube de
transfert d’échantillon Aptima, il doit être testé avec le test Aptima Combo 2 dans les
30 jours s’il est conservé entre 2 °C et 8 °C ou dans les 14 jours s’il est conservé
entre 15 °C et 30 °C. Si une conservation plus longue est nécessaire, congeler
l'échantillon dans les 7 jours suivant son transfert dans le tube de transfert
d'échantillons d'Aptima entre -20 °C et -70 °C, afin de permettre la réalisation du
test jusqu'à 12 mois après le transfert (voir Études de la stabilité des échantillons).
C. Conservation des échantillons après les tests :
1. Les échantillons qui ont été testés doivent être rangés dans un portoir en position
verticale.
2. Les tubes de transport d’échantillons doivent être recouverts d’une nouvelle pellicule de
film plastique ou d’aluminium propre.
3. Si certains des échantillons testés doivent être congelés ou envoyés, retirer les
bouchons pénétrables et placer de nouveaux bouchons non pénétrables sur les tubes
de transport d’échantillons. Si les échantillons doivent être expédiés dans un autre
établissement pour y être testés, les températures recommandées doivent être
maintenues. Avant de déboucher et de reboucher des échantillons qui ont déjà été
testés, les tubes de transport d’échantillons doivent être centrifugés pendant 5 minutes
à 420 FCR (force centrifuge relative) pour faire descendre la totalité du liquide au fond
du tube. Évitez les éclaboussures et la contamination croisée.
Remarque: Les échantillons doivent être envoyés conformément aux réglementations
nationales et internationales applicables relatives au transport.
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Aptima Combo 2
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DTS Systems
DTS Systems
Les réactifs du test Aptima Combo 2 pour CT et GC sont indiqués ci-dessous pour les DTS
Systems. Les symboles d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom
du réactif.
Réactifs et matériel fournis
Kit de tests Aptima Combo 2, 100 tests (2 boîtes) (Nº de référence 301032)
Boîte réfrigérée Aptima Combo 2 (Boîte 1 de 2)
(entreposer entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification Aptima Combo 2
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique Aptima Combo 2
Transcriptase inverse et ARN polymérase déshydratées dans une
solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde Aptima Combo 2
Sondes d’ADN chimioluminescentes non infectieuses déshydratées
dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de
détergent.
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B Aptima Combo 2
Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,35 mL
PCT/NGC
Témoin positif CT/témoin négatif GC Aptima
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
3 x 1,7 mL
PGC/NCT
Témoin positif GC/témoin négatif CT Aptima
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 50 cellules de GC
(250 fg/test*).
3 x 1,7 mL
*Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé ADN:RNA/cellule de
chaque organisme.
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
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DTS Systems
La boîte réfrigérée comprend également les articles suivants (plateau de stockage) :
(entreposer entre 2 °C et 30 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution de l’amplification Aptima Combo 2
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 9,3 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique Aptima Combo 2
Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du glycérol.
1 x 3,3 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde Aptima Combo 2
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 x 12,4 mL
S
Réactif de sélection Aptima Combo 2
Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant.
1 x 31 mL
3
Collets de reconstitution
1 paquet
Cartes de protection
Boîte à température ambiante Aptima Combo 2 (Boîte 2 de 2)
(entreposer entre 15°C et 30°C dès réception)
Symbole
TCR
Composant
Quantité
Réactif de capture de cible Aptima Combo 2
Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en
phase solide.
1 x 22 mL
W
Solution de lavage Aptima
Solution tamponnée de HEPES à 10 mM contenant < 2 % de détergent.
1 x 402 mL
DF
Tampon Aptima pour solution de désactivation
Solution tamponnée de bicarbonate à 800 mM.
1 x 402 mL
O
Réactif huileux Aptima
Huile de silicone.
1 x 24,6 mL
Matériel requis et disponible séparément
Remarque: les numéros de catalogue du matériel disponible chez Hologic sont indiqués, sauf indication
contraire.
Nº de référence
Luminomètre Leader HC+
104747-01
Système de capture de cible (Target Capture System, TCS) Hologic
104555
™
Incubateurs et vortexeurs :
OU
2 vortexeurs multi-tubes
3 bains-marie circulateurs
(62 °C ± 1 °C, 42 °C ± 1 °C, 62 °C ± 1 °C)
3 séparateurs pour bain-marie
102160G
104586
104627
2 bains à chaleur sèche/vortexeurs SB100™
105524
Des bains SB100 supplémentaires peuvent être nécessaires si le volume de tests
augmente
Kit Auto Detect Aptima
301048
2 pipeteurs à répétition Repeater
MME-02362
2 pipeteurs, 1 000 µL RAININ PR1000
901715
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
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DTS Systems
Nº de référence
Pipeteur eppendorf 20 µL à 200 µL
105726
Embouts pour pipeteur à répétition, 2,5 mL
21-381-329 (Fisher)
Embouts pour pipeteur à répétition, 5,0 mL
21-381-330 (Fisher)
Embouts pour pipeteur à répétition, 25,0 mL
21-381-115 (Fisher)
Embouts, style P1000
105049
embout de diamètre spécial vendu uniquement par Hologic
Embouts de pipette de 20 µL à 200 µL
705512 (Fisher)
Unités de dix tubes (Ten Tube Units, TTU)
TU0022
Cassette de dix embouts (Ten Tip Cassettes, TTC)
104578
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour
301041
échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon
Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons d’urine
masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
105575
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima
PRD-03546
Kit de transfert d’échantillons Aptima
301154C
Kit de transfert d’échantillons Aptima — Imprimable
PRD-05110
Solution étalon SysCheck
301078
Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à 7 %
(0,7 M à 1,0 M)
—
Récipients standard pour la collecte d’urine, sans conservateurs
—
Récipient en plastique à grand couvercle
—
Bouchons pénétrables Aptima
105668
Bouchons non pénétrables de remplacement
103036A
Matériel facultatif
Nº de référence
Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Kit de témoins Aptima
301110
Solutions Aptima
302002C
(Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et réactif
huileux Aptima)
Panel de références d’ITS
102325
Embouts, 1 000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide
10612513 (Tecan)
TECAN Freedom EVO 100/4
900932
Platine Aptima Combo 2 pour DTS Systems 800 Platine
Réservoir à réactif (quart de module de 40 mL)
Réservoir à réactif divisé en deux (quart de module de 19 mL x 2)
Aptima Combo 2 Assay
14
105200G
104765
104763
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems
Procédure de test à l’aide des DTS Systems
A. Préparation du matériel
1. Préparer un premier bain-marie à 62 °C ± 1 °C (pour la capture de cible et l’hybridation
des amorces), un second bain-marie à 42 °C ± 1 °C (pour l’amplification), et un
troisième à 62 °C ± 1 °C (pour le test DKA). Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100
(SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du bain à
chaleur sèche/vortexeur SB100 (fiche d’application SB100).
2. Avant d’entreprendre le test, nettoyer les plans de travail et les pipeteurs à l’aide d’une
solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la
solution d’hypochlorite de sodium au contact des surfaces et des pipeteurs pendant au
moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la solution d’hypochlorite de
sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur laquelle le test sera effectué avec des
protections de laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié.
3. Placer un nombre suffisant de cassettes de dix embouts dans le système de capture de
cible (Target Capture System, TCS). Vérifier que la bouteille de solution de lavage du
TCS est remplie de solution de lavage Aptima et que la rampe d’aspiration est branchée
sur la pompe à vide. (Se référer au Manuel de l’utilisateur du système de capture de
cible [Target Capture System Operator’s Manual]).
B. Reconstitution des réactifs
Remarque: La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre le
transfert des échantillons.
1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde,
combiner les flacons de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si les solutions
de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température s’équilibrer à température
ambiante avant de les utiliser.
a. Mettre la solution de reconstitution appropriée avec le réactif lyophilisé. Les
étiquettes ont différents codes de couleur afin de pouvoir les associer correctement.
b. Ouvrir le flacon de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du collet de
reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon (Figure 1, Étape 1).
c. Ouvrir le flacon de solution de reconstitution correspondante et déposer le bouchon
sur un plan de travail propre et couvert.
d. Tout en tenant le flacon de solution de reconstitution sur la table, insérer fermement
l’autre extrémité du collet de constitution sur l’ouverture du flacon (Figure 1, Étape 2).
e. Inverser lentement l’assemblage bouteille/flacon. Laisser la solution s’écouler
depuis la bouteille dans le flacon (Figure 1, Étape 3).
f.
Remuer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Éviter de faire de
la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 1, Étape 4).
g. Attendre que le réactif lyophilisé se mêle à la solution, puis retourner à nouveau
l’assemblage bouteille/flacon en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la
formation de mousse (Figure 1, Étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la
bouteille.
h. Retirer le collet de reconstitution de la bouteille (Figure 1, Étape 6).
i.
Reboucher la bouteille. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de reconstitution
sur l’étiquette (Figure 1, Étape 7).
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
™
DTS Systems
j.
Jeter le collet de reconstitution et le flacon (Figure 1, Étape 8).
Figure 1. Processus de reconstitution pour les DTS Systems
2. Le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde préalablement
reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le
début du test. Si le réactif-sonde contient un précipité qui ne se remet pas en solution
à température ambiante, le chauffer à 62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape
de chauffage, le réactif-sonde peut être utilisé même s’il reste un précipité résiduel.
Après la remise en suspension, mélanger doucement par retournement en veillant à ne
pas former de mousse.
Remarque: Ces retournements devraient être effectués chaque fois qu’un précipité
se forme dans la solution, que ce soit par chauffage à 62°C ou par réchauffement
à température ambiante.
3. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (wTCR)
a. Transférer 20 mL de TCR dans un récipient propre et sec de la taille appropriée et
réservé à cet effet.
b. À l’aide d’un micro-pipeteur, ajouter 200 µL de TCR-B au TCR.
c. Faire tournoyer la solution pour bien la mélanger.
d. Mettre une étiquette sur ce récipient. Noter les initiales de l’utilisateur, la date de
préparation et les deux numéros de lot.
Remarque: Pour un petit nombre de réactions (échantillons et contrôles), utiliser
la formule suivante pour calculer les volumes de TCR et TCR-B :
Volume du TCR (mL) = (nombre de réactions + 5 réactions supplémentaires) x 0,1 mL
Volume du TCR-B (mL) = Volume du TCR (mL)/100
C. Capture de cible
Le pipeteur à répétition utilisé pour la capture de cible et l’amplification doit être réservé
à ces étapes uniquement. Voir Avertissements et précautions pour de plus amples
renseignements.
Installation des portoirs
1. Laisser les témoins ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas passer au vortex les échantillons.
Aptima Combo 2 Assay
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DTS Systems
3. Confirmer visuellement que chaque tube à échantillon répond à un des critères
suivants :
a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima rose dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon multitest ou vaginal.
c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
4. Vérifier les tubes de transport avant de les perforer :
a. Si un tube de transport contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le
bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube de transport présente un volume inférieur à celui généralement obtenu et
que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube de transport d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un tube
trop rempli.
d. Si un échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C jusqu’à
5 minutes. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement qu’il ne nuit pas à
l’obtention de l’échantillon.
Remarque: Le non-respect des étapes 4a à c peut entraîner l’écoulement de liquide
par le bouchon du tube d’échantillon.
5. Si des échantillons munis de bouchons standard (non pénétrables) sont testés, ils
doivent être centrifugés pendant 5 minutes à 420 FCR (force centrifuge relative) pour
que la totalité du liquide s’écoule au fond du tube avant de les déboucher. Évitez les
éclaboussures et la contamination croisée.
6. Placer un nombre suffisant d’unités de dix tubes (Ten Tube Unit, TTU) pour les témoins
et les échantillons dans le portoir pour unités de dix tubes (TTU).
7. Si l’on désire établir une liste de travail, en créer une à ce moment-là. Pour créer une
liste de travail, consulter le Manuel de l’utilisateur du logiciel de test Aptima (Aptima
Assay Software Operator’s Manual).
8. Bien mélanger la solution wTCR. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 100 µL dans
chaque tube de réaction.
9. Pour utiliser le logiciel de test Aptima comme il se doit, le contrôle positif CT/contrôle
négatif GC doit être placé dans la première position de la première TTU.
a. Tenir le tube de contrôle positif CT/contrôle négatif GC dans une main ou le laisser
dans un portoir. L’étiquette de ce contrôle est rose. Le texte de l’étiquette indique
« CONTROL + CT PCT/CONTROL – GC NGC ». À l’aide d’un micro-pipeteur,
perforer le bouchon en veillant à ne pas enfoncer l’embout au fond du tube. Ajouter
400 µL de contrôle positif CT/contrôle négatif GC dans le premier tube de réaction.
b. En procédant de la même manière et à l’aide d’un nouvel embout de pipette, ajouter
400 µL de contrôle positif GC/contrôle négatif CT au second tube de réaction.
L’étiquette de ce second contrôle est bleu-vert. Le texte de l’étiquette indique
« CONTROL + GC PGC/CONTROL – CT NCT ».
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10. Continuer la préparation du portoir en ajoutant 400 µL à chaque échantillon dans les
tubes de réaction restants. Utiliser un nouvel embout de pipette pour chaque échantillon
et chaque témoin. Le volume d’échantillon ou de contrôle pouvant être ajouté à un tube
de réaction est de 400 µL ± 100 µL. Voir Remarques concernant la procédure, Pipetage
des témoins et des échantillons pour de plus amples renseignements.
Capture de cible
L’utilisation du système de capture de cible (Target Capture System) Hologic est décrite
dans le Manuel de l’utilisateur du système de capture de cible (Target Capture System
Operator’s Manual). Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/
Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du SB100.
11. Couvrir les TTU de cartes de protection et agiter délicatement le portoir manuellement.
Ne pas passer au vortex. Incuber le portoir à 62 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant
30 ± 5 minutes.
12. Retirer le portoir du bain-marie et sécher le fond des tubes sur un matériau absorbant.
13. Vérifier que les cartes de protection sont fermement positionnées. Au besoin, les
remplacer par de nouvelles cartes de protection et fermer hermétiquement les TTU.
14. Vortexer le portoir pendant 60 secondes sur le vortexeur (mélangeur à tourbillon multitubes). Consulter Remarques concernant la procédure, Agitation au vortex pour de plus
amples détails. Commencer l’agitation au vortex du portoir dans les 2 minutes qui
suivent son retrait du bain-marie.
15. Sans retirer les cartes de protection, incuber le portoir à température ambiante pendant
30 ± 5 minutes.
16. Placer le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes.
17. Amorcer la conduite de la pompe du poste de distribution en pompant la solution de
lavage Aptima dans la rampe de distribution. Pomper une quantité suffisante de liquide
dans le système afin qu’il ne reste aucune bulle d’air dans la tubulure et que les dix
têtes distribuent un flux régulier de liquide.
18. Mettre la pompe à vide en marche et débrancher la rampe d’aspiration du premier
connecteur situé entre la rampe d’aspiration et le flacon piège. S’assurer que la jauge
de vide satisfait les spécifications du test de fuite.2 Il est possible que 15 secondes
soient nécessaires pour obtenir une lecture. Rebrancher la rampe d’aspiration et vérifier
que la jauge de dépression soit conforme à la spécification du niveau de dépression. Ne
pas éteindre la pompe à vide avant que toutes les étapes de la capture de cible soient
terminées et que la tubulure de la rampe d’aspiration soit sèche.
19. Fixer fermement la rampe d’aspiration au premier jeu d’embouts. Aspirer tout le liquide
en abaissant les embouts dans la première TTU jusqu’à ce qu’ils touchent brièvement le
fond des tubes. Ne pas maintenir les embouts en contact avec le fond des tubes.
20. Une fois l’aspiration terminée, éjecter les embouts dans leur TTC d’origine.
Recommencer les étapes d’aspiration pour les TTU restantes en utilisant un embout
dédié par échantillon.
21. Placer la rampe de distribution sur chaque TTU et, à l’aide de la pompe du poste de
distribution, verser 1,0 mL de solution de lavage Aptima dans chacun des tubes de la
TTU.
22. Couvrir les tubes d’une carte de protection et retirer le portoir de la base magnétique du
TCS. Passer au vortex le portoir une fois sur le vortexeur multi-tubes. Consulter
Remarques concernant la procédure, Agitation au vortex pour de plus amples détails.
2 Consulter la Fiche des spécifications de dépression du système de capture située au verso du Manuel
de l’utilisateur du système de capture de cible (Target Capture System Operator’s Manual) ou communiquer
avec le Service technique.
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23. Placer le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes.
24. Aspirer tout le liquide comme aux Étapes 19 et 20.
25. Après l’aspiration finale, retirer le portoir de la base magnétique du TCS et inspecter
visuellement les tubes pour vérifier que le liquide a été totalement aspiré et que tous les
tubes contiennent un culot de particules magnétiques. S’il reste visiblement du liquide,
remettre le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 2 minutes et refaire
l’aspiration pour cette TTU en utilisant les mêmes embouts que ceux utilisés
précédemment avec chaque échantillon.
Remarque: Si un culot de particules magnétiques est visible une fois l’aspiration terminée,
le tube peut être accepté. Si aucun culot n’est visible, l’échantillon doit être testé à
nouveau. Si le même échantillon ne contient pas de culot de particules magnétiques à
cette étape lors d’une série ultérieure, cela peut indiquer un problème lié à l’échantillon. Il
est alors recommandé d’effectuer une nouvelle collecte de l’échantillon.
D. Amplification
Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé,
consulter la fiche d’application du SB100.
1. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 75 µL de réactif d’amplification reconstitué dans
chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels du portoir devraient
maintenant avoir une teinte rouge.
2. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 200 µL de réactif huileux dans chaque tube de
réaction.
3. Couvrir les tubes d’une carte de protection et les passer au vortex sur le vortexeur
multi-tubes.
4. Incuber le portoir à 62 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant 10 ± 5 minutes.
5. Transférer le portoir dans un bain-marie à 42 °C ± 1 °C et incuber pendant 5 ± 2 minutes.
6. Une fois le portoir dans le bain-marie, retirer soigneusement la carte de protection et,
à l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 25 µL du réactif enzymatique reconstitué dans
chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant avoir
une teinte orange.
7. Couvrir immédiatement les tubes d’une nouvelle carte de protection, retirer le portoir du
bain-marie et mélanger les tubes de réaction en agitant délicatement le portoir
manuellement.
8. Incuber le portoir à 42 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant 60 ± 15 minutes.
E. Double test cinétique (Dual Kinetic Assay, DKA)
Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé,
consulter la fiche d’application du SB100.
Le pipeteur à répétition utilisé pour l’hybridation et la sélection doit être réservé à ces
étapes uniquement. Voir Avertissements et précautions.
1. Hybridation
a. Retirer le portoir du bain-marie et le transférer dans la zone de test DKA. À l’aide du
pipeteur à répétition, ajouter 100 µL du réactif-sonde reconstitué dans chaque tube
de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant avoir une teinte
jaune.
b. Couvrir les tubes d’une carte de protection et passer au vortex le portoir sur le
vortexeur multi-tubes.
c. Incuber le portoir dans un bain-marie à 62 °C ± 1 °C pendant 20 ± 5 minutes.
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d. Retirer le portoir du bain-marie et laisser incuber à température ambiante pendant
5 ± 1 minutes.
2. Sélection
a. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 250 µL de réactif de sélection dans chaque
tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant avoir une
teinte rouge.
b. Couvrir les tubes avec une carte de protection, passer au vortex le portoir pendant
10 secondes ou jusqu’à l’obtention d’une teinte uniforme, puis l’incuber le dans un
bain-marie à 62 °C ± 1 °C pendant 10 ± 1 minutes.
c. Retirer le portoir du bain-marie.
3. Détection
La détection doit être effectuée entre 18 °C et 28 °C.
a. Incuber le portoir entre 18 °C et 28 °C pendant 15 ± 3 minutes.
Remarque: Cette plage de température est indispensable pour le rendement du test.
b. Pour utiliser le luminomètre Leader HC+ et le logiciel de test Aptima, consulter le
Manuel de l’utilisateur du luminomètre Leader HC+ (Leader HC+ Luminometer
Operator’s Manual) ainsi que le Manuel de l’utilisateur du logiciel de test Aptima
(Aptima Assay Software Operator’s Manual).
c. Vérifier que les volumes d’Auto Detect 1 et d’Auto Detect 2 sont suffisants pour
procéder aux tests.
d. Préparer le luminomètre Leader HC+ en plaçant une TTU vide dans la position de
cassette numéro 1 et effectuer le protocole Wash (lavage).
e. Charger les TTU dans le luminomètre.
f.
Se connecter à l’ordinateur. Cliquer sur New Run (nouvelle série), choisir le
protocole de test Aptima Combo 2 puis entrer le nombre de tubes (contrôles et
échantillons). Cliquer sur Next (suivant) pour commencer la série.
Remarque: La série doit être complétée dans les 2 heures qui suivent la fin de
l’incubation de l’étape de sélection.
g. Préparer une solution de désactivation en mélangeant un volume équivalent
d’hypochlorite de sodium dosé de 5 % à 7 % (0,7 M à 1,0 M) et de tampon Aptima
pour solution de désactivation dans un récipient en plastique à grand couvercle.
Mettre une étiquette et inscrire la date de péremption sur le récipient en plastique.
La solution de désactivation est stable pendant 4 semaines à température
ambiante. Jeter la solution de désactivation une fois les 4 semaines écoulées ou
après avoir désactivé 100 échantillons traités (si cela survient avant).
h. Après avoir retiré les TTU utilisées du luminomètre, les placer dans le récipient de
solution de désactivation. Laisser les TTU dans le récipient pendant 15 minutes
avant de les jeter. Le responsable du laboratoire devra avoir établi des méthodes de
manipulation et d’élimination des déchets adéquates.
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Remarques concernant la procédure
A. Témoins
Pour utiliser le logiciel de test Aptima comme il se doit, le contrôle positif CT/contrôle
négatif GC doit être placé dans la première position de la première TTU. L’étiquette de
ce témoin est rose. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL + CT PCT/CONTROL –
GC NGC ». Le contrôle positif GC/contrôle négatif CT doit être placé dans la seconde
position de la première TTU. Le témoin porte une étiquette bleu-vert. Le texte de
l’étiquette indique « CONTROL + GC PGC/CONTROL – CT NCT ». S’ils sont placés
dans la mauvaise position, la série échouera. Tout témoin supplémentaire doit être entré
en tant qu’échantillon de patient et l’utilisateur doit veiller à ce qu’il soit acceptable.
B. Pipetage des témoins et des échantillons
Le volume de témoin ou d’échantillon ajouté au tube de réaction doit être de
400 µL ± 100 µL. Il est recommandé d’inspecter visuellement le volume pipeté dans
le tube de réaction pour veiller à ce que le volume transféré soit adéquat. Le volume
de témoin ou d’échantillon doit être adéquat pour obtenir des résultats précis. Si le
volume pipeté est incorrect, pipeter à nouveau la solution wTCR ainsi que le contrôle
ou l’échantillon dans un nouveau tube de réaction.
C. Réactifs
La solution de reconstitution de sonde peut précipiter pendant la conservation. Si tel est
le cas, chauffer la solution de reconstitution de sonde à 62 °C pendant 1 à 2 minutes.
Après cette étape, la solution de reconstitution de sonde peut être utilisée, même s’il
reste un précipité résiduel. Après la remise en suspension, mélanger délicatement le
flacon par retournement en veillant à ne pas former de mousse.
D. Température
1. Les étapes de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection dépendent
de la température. Il est donc impératif que les bains-marie soient maintenus dans des
plages de température précises.
2. La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
3. Les étapes de détection du test doivent être effectuées entre 18 °C et 28 °C.
E. Durée
Les réactions de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection sont
toutes fonction du temps écoulé. Respecter les durées indiquées dans la Procédure de
test à l’aide des DTS Systems.
F. Agitation au vortex
La qualité de l’agitation au vortex est importante pour assurer la bonne performance du
test Aptima Combo 2. Si l’agitation au vortex est effectuée de manière adéquate, la
suspension tourne à une vitesse capable de faire monter la solution dans la moitié
supérieure du tube. Cette manipulation (agitation au vortex) est maintenue pendant une
durée précise. Pour passer au vortex des réactions, régler la vitesse du vortexeur multitubes sur le réglage le plus bas, fixer solidement le portoir en place et mettre le vortexeur
en marche. Augmenter lentement la vitesse jusqu’à ce que le liquide atteigne la moitié
supérieure du tube. Passer au vortex pendant 10 secondes, la durée recommandée, ou
jusqu’à l’obtention d’une teinte uniforme. Ensuite, tourner la vitesse sur le réglage le plus
bas avant d’éteindre le vortexeur (mélangeur à tourbillon multi-tubes) et de retirer le
portoir. Les mélanges réactionnels ne doivent jamais toucher les cartes de protection.
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G. Bains-marie
1. Le niveau d’eau des bains-marie doit avoir une profondeur de 3,8 cm à 5 cm (1,5 po
à 2,0 po) depuis le plateau de support métallique (fond du bain-marie) à la surface
de l’eau. Cette précaution permettra d’assurer un transfert de chaleur adéquat.
2. Pour éviter toute contamination croisée, les bains-marie doivent être réservés à une
étape précise du test.
H. Décontamination
1. Surfaces et pipeteurs
Les surfaces des paillasses de laboratoire et les pipeteurs doivent être décontaminés
régulièrement à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à
3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au contact des
surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la
solution d’hypochlorite de sodium. Les solutions à base de chlore peuvent piquer le
métal et le matériel. Rincer soigneusement le matériel à l’eau pour éviter toute piqûre
de corrosion.
2. Rampe d’aspiration du TCS
a. Placer une nouvelle TTC dans le portoir de TTC. Mettre la pompe à vide en marche.
Fixer la rampe d’aspiration aux embouts de la TTC. Aspirer toute la solution de
lavage restant dans la cuve d’amorçage du poste de distribution de solution de
lavage. (Placer la rampe de distribution de façon à ce qu’elle ne gêne pas.)
b. Verser au moins 100 mL de solution d’hypochlorite de sodium dosée de 0,5 % à
0,7 % (0,07 M à 0,1 M) ou, si vous le préférez, dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à
0,5 M) dans la cuve d’amorçage. Aspirer toute la solution au moyen de la rampe
d’aspiration.
c. Verser au moins 100 mL d’eau désionisée dans la cuve d’amorçage. Aspirer toute
l’eau au moyen de la rampe d’aspiration.
d. Éjecter les embouts dans leur TTC d’origine.
e. Laisser fonctionner la pompe d’aspiration jusqu’à ce que la tubulure de la rampe soit
sèche pour éviter tout refoulement.
f.
Décontaminer les surfaces de la rampe d’aspiration de la façon décrite sous
Appareil TCS.
3. Récipient à déchets du TCS
Retirer le flacon à déchets du système de capture de cible (Target Capture System)
une fois par semaine ou lorsqu’il est rempli à 25 %.
a. Éteindre la pompe à vide et laisser sa pression s’équilibrer.
b. Débrancher les raccords à déconnexion rapide entre le flacon à déchets et le flacon
de trop-plein, ainsi que le flacon à déchets et la rampe d’aspiration.
c. Retirer le flacon à déchets du boîtier de piège à vide.
d. Retirer le bouchon et ajouter avec précaution 400 mL de solution d’hypochlorite de
sodium dosée de 5 % à 7 % (0,7 M à 1,0 M) dans le flacon (ou 1 L si un flacon à
déchets de 10 L est utilisé).
Remarque: Cette manipulation peut être effectuée sous une hotte pour éviter de
libérer des émanations dans le laboratoire.
e. Reboucher le flacon à déchets et faire tournoyer délicatement le contenu jusqu’à
l’obtention d’un mélange homogène.
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f.
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Laisser le flacon à déchets reposer pendant 15 minutes, puis jeter le contenu
(déchets).
g. Rincer le flacon à déchets à l’eau pour éliminer tout résidu éventuel.
h. Reboucher le flacon vide et le mettre dans le boîtier du piège à vide. Fixer le raccord
à déconnexion rapide sur l’appareil TCS. Jeter avec précaution les deux gants.
4. Appareil TCS
Essuyer les surfaces de l’appareil TCS, la rampe d’aspiration et la surface des
embouts d’éjection du tampon de lavage avec des serviettes en papier humidifiées
à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M
à 0,5 M). Faire suivre l’étape de javellisation par un rinçage à l’eau, puis sécher
complètement les surfaces avec des serviettes en papier.
5. Portoirs
Submerger les portoirs dans une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 %
à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M) en veillant à ce qu’ils soient recouverts par la solution
d’hypochlorite de sodium. Maintenir les portoirs immergés pendant 10 minutes. Toute
exposition plus longue endommagerait les portoirs. Rincer soigneusement les portoirs
à l’eau et les placer sur un tampon absorbant propre avant de les laisser sécher
parfaitement à l’air libre. Pour prolonger la durée de vie des portoirs, les faire sécher
debout, et non inversés.
I.
Contamination des tests
1. L’introduction de substances contaminantes peut survenir si le protocole de test n’est
pas rigoureusement respecté.
2. Les TTU doivent être décontaminées dans une solution de désactivation de la façon
décrite sous Détection. Ne pas réutiliser les TTU.
3. Effectuer une décontamination régulière du matériel et des surfaces de travail de la
façon décrite sous Remarques concernant la procédure, Décontamination.
4. Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut
entraîner la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants
sans poudre.
J. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour les DTS Systems
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres
à chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima
pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon :
1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirer l’écouvillon de collecte d’échantillon (écouvillon à tige bleue avec imprimé vert)
de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le milieu du tube de transport de
l’écouvillon et écouvillonner la zone désignée d’un geste circulaire.
3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
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DTS Systems
4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du
contenu.
5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Refaire les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
7. Tester l’écouvillon à l’aide du test Aptima Combo 2 selon la Procédure de test à l’aide
des DTS Systems.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT ou GC (voir Interprétation du test –
CQ/Résultats patients), la surface peut être contaminée et doit alors être
décontaminée avec la solution d’hypochlorite de sodium selon les recommandations
indiquées dans Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Préparation du matériel.
Remarque: Si l’on soupçonne le bain-marie d’être contaminé, il est possible de le tester
en suivant la procédure de test des échantillons d’urine et en ajoutant 2,0 mL d’eau dans
un tube de transport d’échantillons d’urine.
K. Dépannage
1. Des valeurs de témoin positif faibles peuvent être dues à des températures incorrectes
lors des différentes étapes du test ou à un temps de sélection ayant dépassé la durée
recommandée lors de l’étape de sélection.
2. Des bruits de fond élevés peuvent survenir si le temps de sélection de l’étape de
sélection est écourté, la sélection de température est incorrecte ou en cas de mélange
insuffisant après l’ajout du réactif de sélection.
3. Si le contrôle positif, CT/contrôle négatif, GC est positif ou équivoque pour GC, ou si le
contrôle positif, GC/contrôle négatif, CT est positif ou équivoque pour CT, voir
Remarques concernant la procédure, Contamination des tests pour de plus amples
renseignements.
Aptima Combo 2 Assay
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Tigris DTS System
Tigris DTS System
Les réactifs du test Aptima Combo 2 destiné à détecter la présence de CT et de GC sont
énumérés ci-dessous pour le Tigris DTS System. Les symboles d’identification des réactifs
sont également indiqués à côté du nom du réactif.
Réactifs et matériel fournis
Kit de tests Aptima Combo 2, 250 tests (2 boîtes et 1 kit de contrôles) (Nº de référence
301130 et 301130B)
Boîte réfrigérée Aptima Combo 2 (Boîte 1 de 2)
(entreposer entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification Aptima Combo 2
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique Aptima Combo 2
Transcriptase inverse et ARN polymérase déshydratées dans une
solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde Aptima Combo 2
Sondes d’ADN chimioluminescentes non infectieuses déshydratées
dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de
détergent.
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B Aptima Combo 2
Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,61 mL
Boîte à température ambiante Aptima Combo 2 (Boîte 2 de 2)
(entreposer entre 15°C et 30°C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution de l’amplification Aptima Combo 2
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 27,7 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique Aptima Combo 2
Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du glycérol.
1 x 11,1 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde Aptima Combo 2
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 x 35,4 mL
Réactif de sélection Aptima Combo 2
Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant.
1 x 108 mL
Réactif de capture de cible Aptima Combo 2
Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en
phase solide.
1 x 54 mL
S
TCR
3
Collets de reconstitution
Fiche des codes à barres du lot de référence
Aptima Combo 2 Assay
25
1 fiche
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Aptima Combo 2
™
Tigris DTS System
Kit de témoins Aptima
(entreposer entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
PCT/NGC
Témoin positif CT/témoin négatif GC Aptima
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
5 x 1,7 mL
PGC/NCT
Témoin positif GC/témoin négatif CT Aptima
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 50 cellules de GC
(250 fg/test*).
5 x 1,7 mL
*Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé
ADN:RNA/cellule de chaque organisme.
Matériel requis et disponible séparément
Remarque: les références du matériel vendu par Hologic sont indiqués, sauf indication contraire.
Nº de référence
Tigris DTS System
105118
Kit de liquides pour tests Aptima
302382
(Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et
réactif huileux Aptima)
Kit Auto Detect Aptima
301048
Kit de conservateur de liquide système Aptima
302380
Embouts, 1 000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide
10612513 (Tecan)
Kit pour séries Tigris DTS System contenant
301191
Unités multi-tubes (Multi-tube Units, MTU)
Kit de sacs pour MTU/embouts usagés
Déflecteur de déchets pour MTU
Couvre-déchets pour MTU
104772-02
900907
900931
105523
301154C
Kit de transfert d’échantillons Aptima
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de transfert d’échantillons Aptima — Imprimable
PRD-05110
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima
PRD-03546
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima
301041
pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins
sur écouvillon
Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons 105575
d’urine masculins et féminins
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
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Tigris DTS System
Nº de référence
Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à
7 % (0,7 M à 1,0 M)
—
Eau pour le Tigris DTS System
—
consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System
Operator’s Manual) pour connaître les spécifications.
Gants jetables
—
Solution étalon SysCheck
301078
Bouchons pénétrables Aptima
105668
Bouchons non pénétrables de remplacement
103036A
Bouchons de rechange pour les kits de 250 tests
—
Solutions de reconstitution du réactif-sonde et
Solution de reconstitution pour réactif enzymatique
Réactif TCR et réactif de sélection
CL0041 (100 bouchons)
501616 (100 bouchons)
CL0040 (100 bouchons)
Matériel facultatif
Nº de référence
Kit de témoins Aptima
301110
Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Procédure de test pour le Tigris DTS System
Remarque: Consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System
Operator’s Manual) pour de plus amples renseignements sur la procédure avec ce système.
A. Préparation de la zone de travail
1. Nettoyer les plans de travail sur lesquels les réactifs et les échantillons seront préparés.
Essuyer les plans de travail à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium de 2,5 %
à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au contact des
surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la
solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur laquelle les
réactifs et les échantillons seront préparés à l’aide de protections de laboratoire
absorbantes propres avec envers plastifié.
B. Reconstitution des réactifs/préparation d’un nouveau kit
Remarque: La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute
tâche sur le Tigris DTS System.
1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde,
combiner les flacons de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si les solutions
de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température s’équilibrer à température
ambiante avant de les utiliser.
a. Faire correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé.
Vérifier que la solution de reconstitution et le réactif lyophilisé ont des étiquettes de
couleur correspondantes avant de mettre en place le collet de reconstitution.
Aptima Combo 2 Assay
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Tigris DTS System
b. Vérifier les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour
s’assurer que les réactifs sont associés correctement.
c. Ouvrir le flacon de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du collet de
reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon (Figure 2, Étape 1).
d. Ouvrir le flacon de solution de reconstitution correspondante et déposer le bouchon
sur un plan de travail propre et couvert.
e. Tout en tenant le flacon de solution de reconstitution sur la table, insérer fermement
l’autre extrémité du collet de constitution sur l’ouverture du flacon (Figure 2, étape 2).
f.
Retourner délicatement l’assemblage flacon/bouteille. Laissez la solution drainer du
flacon dans le flacon de verre (Figure 2, étape 3).
g. Faire tournoyer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Éviter de
faire de la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 2, Étape 4).
h. Attendre que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retourner à nouveau l’assemblage
flacon/bouteille en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de
mousse (Figure 2, Étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la bouteille en
plastique.
i.
Retirez le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, étape 6).
j.
Reboucher le flacon en plastique. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de
reconstitution sur l’étiquette (Figure 2, Étape 7).
k. Jeter le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, Étape 8).
Avertissement: Évitez la formation de mousse lors de la reconstitution des réactifs.
La mousse nuit au fonctionnement du détecteur de niveau du Tigris DTS System.
Figure 2. Procédure de reconstitution pour le Tigris DTS System ou le Panther System
2. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (wTCR)
a. Associer les bouteilles de TCR et de TCR-B appropriées.
b. Vérifier les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de
référence pour s’assurer que les réactifs appropriés du kit correspondent.
c. Ouvrir le flacon de TCR et poser le bouchon sur une surface de travail propre et
couverte.
d. Retirer le bouchon du flacon de TCR-B et verser la totalité du contenu dans le flacon
de TCR. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans le flacon de TCRB.
Aptima Combo 2 Assay
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502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Tigris DTS System
e. Reboucher le flacon de TCR et remuer délicatement la solution pour mélanger le
contenu. Éviter de faire de la mousse pendant cette étape.
f.
Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
g. Jeter le flacon de TCR-B et son bouchon.
3. Préparation du réactif de sélection
a. Vérifier le numéro de lot de la bouteille de réactif pour s’assurer qu’il correspond au
numéro figurant sur la fiche de code-barres du lot de référence.
b. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
Remarque: Bien mélanger tous les réactifs en les retournant doucement avant de les
charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des
réactifs.
C. Préparation des réactifs préalablement reconstitués
1. Le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde préalablement
reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le
début du test.
2. Si le réactif-sonde reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution
à température ambiante, chauffer le flacon bouché à une température n’excédant pas
62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape de chauffage, le réactif-sonde peut être
utilisé même s’il reste un précipité résiduel. Mélanger le réactif-sonde par retournement
en veillant à ne pas former de mousse avant de le charger sur le système.
3. Bien mélanger chaque réactif en le retournant doucement avant de le charger dans le
système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
4. Ne pas ajouter davantage de réactif dans les flacons de réactif. Le Tigris DTS System
détecte et rejette les flacons dans lesquels plus de réactif a été ajouté.
D. Manipulation des échantillons
1. Laisser les témoins ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas passer au vortex les échantillons.
3. Confirmer visuellement que chaque tube à échantillon répond à un des critères suivants :
a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. Présence d’un seul écouvillon rose de collecte Aptima rose dans un tube de
transport d’échantillons sur écouvillon multitest.
c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
4. Inspecter les tubes d’échantillon avant de les charger dans le portoir :
a. Si un tube de transport contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le
bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube de transport présente un volume inférieur à celui généralement obtenu et
que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
™
Tigris DTS System
c. Si le niveau de liquide dans un tube de transport d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un tube
trop rempli.
d. Si un échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C pendant
5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement qu’il ne
nuit pas à l’obtention de l’échantillon.
Remarque: Le non-respect des étapes 4a à c peut entraîner l’écoulement de liquide par
le bouchon du tube d’échantillon.
Remarque: Il est possible de tester jusqu’à 3 aliquotes distincts de chaque tube
d’échantillon. Les tentatives de pipeter plus de 3 aliquotes du tube d’échantillon peuvent
entraîner des erreurs d’insuffisance de volume.
E. Préparation du système
Configurer le système et la liste de travail selon les instructions du Manuel de l’utilisateur
du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual) et de Remarques
concernant la procédure.
Remarques concernant la procédure
A. Témoins
1. Pour travailler correctement avec le logiciel de test Aptima pour le Tigris DTS System,
des témoins avant et de fin sont nécessaires. Le Contrôle positif CT/Contrôle négatif
GC doit être placé dans la première position et l’avant dernière position d’une liste de
travail. L’étiquette de ce témoin est rose. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL +
CT PCT/CONTROL – GC NGC ». Le Contrôle positif GC/Contrôle négatif CT doit être
placé dans la seconde position et la dernière position d’une liste de travail. Le témoin
porte une étiquette bleu-vert. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL + GC PGC/
CONTROL – CT NCT ».
2. Chaque tube de témoin Aptima est prévu pour un seul test. Les tentatives de pipeter
plus d’une fois à partir du tube peuvent entraîner des erreurs d’insuffisance de volume.
B. Température
La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
C. Poudre sur les gants
Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner
la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre.
D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le Tigris DTS System
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres
à chaque laboratoire.
Aptima Combo 2 Assay
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502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Tigris DTS System
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima
pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon :
1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirer l’écouvillon de collecte d’échantillon (écouvillon à tige bleue avec imprimé vert)
de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le milieu du tube de transport de
l’écouvillon et écouvillonner la zone désignée d’un geste circulaire.
3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du
contenu.
5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Refaire les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT ou GC, se référer à Interprétation du
test – CQ/Résultats patients. Pour des renseignements supplémentaires au sujet du
contrôle de la contamination spécifiques au Tigris DTS System, consulter le Manuel de
l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual).
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
™
Panther System
Panther System
Les réactifs du test Aptima Combo 2 destiné à détecter la présence de CT et de GC sont
énumérés ci-dessous pour le Panther System. Les symboles d’identification des réactifs sont
également indiqués à côté du nom du réactif.
Réactifs et matériel fournis
Kit de tests Aptima Combo 2
250 tests (2 boîtes et un kit de témoins) (Nº de réf. 303094)
100 tests (2 boîtes et un kit de témoins) (Nº de réf. 302923)
Boîte réfrigérée Aptima Combo 2 (Boîte 1 de 2)
(entreposer entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
Kit de
250 tests
Quantité
Kit de
100 tests
A
Réactif d’amplification Aptima Combo 2
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une
solution tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
1 flacon
E
Réactif enzymatique Aptima Combo 2
Transcriptase inverse et ARN polymérase déshydratées dans
une solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
1 flacon
P
Réactif-sonde Aptima Combo 2
Sondes d’ADN chimioluminescentes non infectieuses
déshydratées dans une solution tamponnée de succinate
contenant < 5 % de détergent.
1 flacon
1 flacon
Réactif de capture de cible B Aptima Combo 2
Acides nucléiques non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de détergent.
1x
0,61 mL
1 x 0,30 m
L
Quantité
Kit de
250 tests
Quantité
Kit de
100 tests
TCR-B
Boîte à température ambiante Aptima Combo 2 (Boîte 2 de 2)
(entreposer entre 15 °C et 30 °C dès réception)
Symbole
Composant
AR
Solution de reconstitution de l’amplification Aptima
Combo 2
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
ER
Solution de reconstitution enzymatique Aptima Combo 2 1 x 11,1 mL 1 x 6,3 mL
Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du
glycérol.
PR
Solution de reconstitution de sonde Aptima Combo 2
1 x 35,4 mL 1 x 15,2 m
L
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
S
Aptima Combo 2 Assay
Réactif de sélection Aptima Combo 2
Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un
surfactant.
32
1 x 27,7 mL 1 x 11,9 mL
1 x 108 mL 1 x 43,0 m
L
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Aptima Combo 2
™
Panther System
Boîte à température ambiante Aptima Combo 2 (Boîte 2 de 2)
(entreposer entre 15 °C et 30 °C dès réception)
Symbole
TCR
Composant
Réactif de capture de cible Aptima Combo 2
Solution saline tamponnée contenant des oligomères de
capture en phase solide.
Quantité
Kit de
250 tests
Quantité
Kit de
100 tests
1 x 54 mL
1 x 26,0 m
L
3
3
1 fiche
1 fiche
Collets de reconstitution
Fiche des codes à barres du lot de référence
Kit de témoins Aptima
(entreposer entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
PCT/
NGC
Témoin positif CT/témoin négatif GC Aptima
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
5 x 1,7 mL
PGC/
NCT
Témoin positif GC/témoin négatif CT Aptima
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration d’ARNr estimée équivalente à 50 cellules de GC
(250 fg/test*).
5 x 1,7 mL
*Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé
ADN:RNA/cellule de chaque organisme.
Matériel requis et disponible séparément
Remarque: les références du matériel vendu par Hologic sont indiqués, sauf indication contraire.
Nº de référence
Panther System
303095
Kit de liquides pour tests Aptima
303014 (1 000 tests)
(Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et
réactif huileux Aptima)
Kit Auto Detect Aptima
303013 (1 000 tests)
Unités multi-tubes (Multi-Tube units, MTU)
104772-02
Kit de sacs pour déchets Panther
902731
Couvre-déchets Panther
504405
Ou kit pour séries Panther
303096 (5 000 tests)
contient des MTU, des sacs pour déchets, des couvre-déchets, des liquides
pour tests et les solutions Auto Detect
Embouts, 1 000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide
Aptima Combo 2 Assay
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10612513 (Tecan)
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Panther System
Nº de référence
Kit de transfert d’échantillons Aptima
301154C
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de transfert d’échantillons Aptima — Imprimable
PRD-05110
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima
PRD-03546
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima
301041
pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins
sur écouvillon
Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons 105575
d’urine masculins et féminins
Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à
7 % (0,7 M à 1,0 M)
—
Gants jetables
—
Solution étalon SysCheck
301078
Bouchons pénétrables Aptima
105668
Bouchons non pénétrables de remplacement
103036A
Bouchons de rechange pour les kits de 250 tests
—
Solutions de reconstitution du réactif-sonde
et du réactif d’amplification
Solution de reconstitution pour réactif
enzymatique
Réactif TCR et réactif de sélection
CL0041 (100 bouchons)
501616 (100 bouchons)
CL0040 (100 bouchons)
Bouchons de rechange pour les kits de 100 tests
—
Solutions de reconstitution du réactif-sonde, du réactif enzymatique et du
réactif d’amplification
CL0041
(100 bouchons)
Réactif TCR et réactif de sélection
501604
(100 bouchons)
Matériel facultatif
Nº de référence
Kit de témoins Aptima
301110
Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Aptima Combo 2 Assay
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502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Panther System
Procédure de test pour le Panther System
Remarque: Consulter le Manuel de l’utilisateur du Panther System (Panther System
Operator’s Manual) pour de plus amples renseignements sur la procédure du Panther
System.
A. Préparation de la zone de travail
1. Nettoyer les plans de travail sur lesquels les réactifs et les échantillons seront préparés.
Essuyer les plans de travail à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium de 2,5 %
à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au contact des
surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la
solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur laquelle les
réactifs et les échantillons seront préparés à l’aide de protections de laboratoire
absorbantes propres avec envers plastifié.
B. Reconstitution des réactifs/préparation d’un nouveau kit
Remarque: La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute
tâche sur le Panther System.
1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde,
combiner les flacons de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si les solutions
de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température s’équilibrer à température
ambiante avant de les utiliser.
a. Faire correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé.
Vérifier que la solution de reconstitution et le réactif ont des étiquettes de couleur
correspondantes avant de mettre en place le collet de reconstitution.
b. Vérifier les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour
s’assurer que les réactifs sont associés correctement.
c. Ouvrir le flacon de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du collet de
reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon (Figure 3, Étape 1).
d. Ouvrir le flacon de solution de reconstitution correspondante et déposer le bouchon
sur un plan de travail propre et couvert.
e. Tout en tenant le flacon de solution de reconstitution sur la table, insérer fermement
l’autre extrémité du collet de constitution sur l’ouverture du flacon (Figure 3, étape 2).
f.
Retourner délicatement l’assemblage flacon/bouteille. Laissez la solution drainer du
flacon dans le flacon de verre (Figure 3, étape 3).
g. Faire tournoyer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Évitez la
formation de mousse lorsque vous remuez le flacon (Figure 3, étape 4).
h. Attendre que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retourner à nouveau l’assemblage
flacon/bouteille en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de mousse
(Figure 3, Étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la bouteille en plastique.
i.
Retirez le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 3, étape 6).
j.
Reboucher le flacon en plastique. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de
reconstitution sur l’étiquette (Figure 3, Étape 7).
k. Jeter le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 3, étape 8).
Avertissement: Évitez la formation de mousse lors de la reconstitution des réactifs. La
mousse nuit au fonctionnement du détecteur de niveau du Panther System.
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
™
Panther System
Figure 3. Procédure de reconstitution pour le Tigris DTS System ou le Panther System
2. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (wTCR)
a. Associer les bouteilles de TCR et de TCR-B appropriées.
b. Vérifier les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de
référence pour s’assurer que les réactifs appropriés du kit correspondent.
c. Ouvrir le flacon de TCR et poser le bouchon sur une surface de travail propre et
couverte.
d. Retirer le bouchon du flacon de TCR-B et verser la totalité du contenu dans le flacon
de TCR. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans le flacon de TCRB.
e. Reboucher le flacon de TCR et remuer délicatement la solution pour mélanger le
contenu. Éviter de faire de la mousse pendant cette étape.
f.
Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
g. Jeter le flacon de TCR-B et son bouchon.
3. Préparation du réactif de sélection
a. Vérifier le numéro de lot de la bouteille de réactif pour s’assurer qu’il correspond au
numéro figurant sur la fiche de code-barres du lot de référence.
b. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
Remarque: Bien mélanger tous les réactifs en les retournant doucement avant de les
charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des
réactifs.
C. Préparation des réactifs préalablement reconstitués
1. Le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde préalablement
reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le
début du test.
2. Si le réactif-sonde reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution à
température ambiante, chauffer le flacon bouché à une température n’excédant pas
62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cette étape de chauffage, le réactif-sonde peut être
utilisé même s’il reste un précipité résiduel. Mélanger le réactif-sonde par retournement
en veillant à ne pas former de mousse avant de le charger sur le système.
3. Bien mélanger chaque réactif en le retournant doucement avant de le charger dans le
système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
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Panther System
4. Ne pas ajouter davantage de réactif dans les flacons de réactif. Le Panther System
détecte et rejette les flacons dans lesquels plus de réactif a été ajouté.
D. Manipulation des échantillons
1. Laisser les témoins ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas passer au vortex les échantillons.
3. Confirmer visuellement que chaque tube à échantillon répond à un des critères suivants :
a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. Présence d’un seul écouvillon rose de collecte Aptima rose dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon multitest.
c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de transport
d’échantillons d’urine.
d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
4. Inspecter les tubes d’échantillon avant de les charger dans le portoir :
a. Si un tube de transport contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le
bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube de transport présente un volume inférieur à celui généralement obtenu et
que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube de transport d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un tube
trop rempli.
d. Si un échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C pendant
5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement qu’il ne
nuit pas à l’obtention de l’échantillon.
Remarque: Le non-respect des étapes 4a à c peut entraîner l’écoulement de liquide par
le bouchon du tube d’échantillon.
Remarque: Il est possible de tester jusqu’à 4 aliquotes distincts de chaque tube
d’échantillon. Les tentatives de pipetage de plus de 4 aliquotes d’un tube d’échantillon
peuvent entraîner des erreurs de traitement.
E. Préparation du système
1. Configurer le système selon les instructions du Manuel de l’utilisateur du Panther
System (Panther System Operator’s Manual) et les Remarques concernant la
procédure. Veiller à ce que des portoirs à réactifs et des adaptateurs TCR de taille
appropriée soient utilisés.
2. Charger les échantillons.
Aptima Combo 2 Assay
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502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
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Panther System
Remarques concernant la procédure
A. Témoins
1. Une paire de témoins doit être utilisée pour permettre au logiciel de test Aptima pour
le Panther System de fonctionner correctement. Sur le Panther System, les tubes de
témoin positif CT/témoin négatif GC et de témoin positif GC/témoin négatif CT peuvent
être placés à n’importe quelle position sur le portoir ou dans n’importe quelle colonne du
compartiment à échantillons. Le pipetage des échantillons des patients débutera
lorsqu’une des deux conditions suivantes aura été remplie :
a. Une paire de témoins est en cours de traitement par le système.
b. Des résultats valides ont été enregistrés sur le système pour les témoins.
2. Dès que le pipetage des tubes des contrôles a été réalisé et que ces derniers sont en
cours de traitement pour un kit de réactifs défini, l’analyse d’échantillons du patient peut
se poursuivre pendant 24 heures avec ce même kit sauf si :
a. Les résultats des contrôles sont invalides.
b. Le kit de réactifs du test associé est retiré du système.
c. La durée de stabilité du kit de réactifs associé aux témoins a été dépassée.
3. Chaque tube de témoin Aptima est prévu pour un seul test. Les tentatives de pipetage
répétées (plus d’une fois) à partir d’un même tube peuvent entraîner des erreurs de
traitement.
B. Température
La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
C. Poudre sur les gants
Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner
la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre.
D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le Panther System
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres
à chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima
pour échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon :
1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirer l’écouvillon de collecte d’échantillon (écouvillon à tige bleue avec imprimé vert)
de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le milieu du tube de transport de
l’écouvillon et écouvillonner la zone désignée d’un geste circulaire.
3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du
contenu.
5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Refaire les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT ou GC, se référer à Interprétation du
test – CQ/Résultats patients. Pour des renseignements supplémentaires au sujet du
contrôle de la contamination spécifiques au Panther System, communiquer avec le
Service technique de Hologic.
Aptima Combo 2 Assay
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502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Interprétation du test – CQ/Résultats patients
Interprétation du test – CQ/Résultats patients
A. Interprétation des tests
Les résultats des tests sont automatiquement interprétés par le logiciel de test Aptima au
moyen du protocole Aptima Combo 2, et présentés sous forme de résultats de test CT et
GC individuels. Un résultat de test peut être négatif, équivoque, positif ou invalide comme
le déterminent le type de cinétique et le nombre total de RLU dans l’étape de détection
(voir ci-dessous). Un résultat de test peut être invalide si l’un des paramètres se situe en
dehors des seuils normalement prévus. Si les premiers résultats de test sont équivoques
ou invalides, le test doit être refait.
Type cinétique
Total de RLU (x1000) pour obtenir le résultat de CT
CT uniquement
Négatif
1 à < 25
Équivoque
25 à < 100
Positif
100 à < 4 500
CT et GC
1 à < 85
85 à < 250
250 à < 4 500
CT indéterminé
1 à < 85
85 à < 4 500
S.O.
Type cinétique
Total de RLU (x1 000) pour obtenir le résultat de GC
GC uniquement
Négatif
1 à < 60
Équivoque
60 à < 150
Positif
150 à < 4 500
GC et CT
1 à < 85
85 à < 250
250 à < 4 500
GC indéterminé
1 à < 85
85 à < 4 500
S.O.
B. Résultats du contrôle de qualité et acceptabilité
Le contrôle positif CT/contrôle négatif GC et le contrôle positif GC/contrôle négatif CT font
office de contrôles pour les étapes de capture de cible, d’amplification et de détection du
test. Selon les recommandations ou les exigences en vigueur dans votre pays ou auprès
des organismes d’accréditation, des témoins supplémentaires pour la lyse cellulaire et la
stabilisation du ARN peuvent être requis. Le contrôle positif CT /contrôle négatif GC sert
de contrôle négatif pour tous les résultats de test GC. Le contrôle positif GC/contrôle
négatif CT sert de contrôle négatif pour tous les résultats de test CT. Si on le souhaite,
un double contrôle négatif fourni par l’utilisateur peut être ajouté pour surveiller le bruit de
fond du test. La bonne préparation des échantillons se confirme visuellement par la
présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima dans un tube de transport d’échantillons
sur écouvillon, ou par un volume final d’urine situé entre les lignes indicatrices noires
d’un tube de transport d’échantillons d’urine, ou encore par l’absence d’un écouvillon
dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt.
Les témoins positifs doivent produire les résultats de test suivants :
Témoin
Total de RLU (x1 000) Résultat de CT
Résultat de GC
Contrôle positif CT/
contrôle négatif GC
≥ 100 et < 3 000
Positif
Négatif
Contrôle positif GC/
contrôle négatif CT
≥ 150 et < 3 000
Négatif
Positif
Aptima Combo 2 Assay
39
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Interprétation du test – CQ/Résultats patients
1. Le logiciel de test Aptima évalue automatiquement les témoins selon les critères cidessus et indique que la série a réussi (PASS) si les critères de témoin de la série sont
satisfaits ou a échoué (FAIL) si les critères de témoin de la série ne sont pas satisfaits.
2. Si le Run Status (État de la série) indique Échec (FAIL), tous les résultats des tests
d’une même série sont invalides et ne doivent pas être pris en compte.
3. Chaque laboratoire devra mettre en place des procédures de contrôle appropriées pour
répondre aux exigences des règlements CLIA (paragraphe 493.1256).
Remarque: Voir Dépannage ou appeler le Service technique de Hologic pour toute
assistance avec des contrôles hors normes sur les DTS Systems.
4. L’un des paramètres du Tigris DTS System permet à chaque site de préciser une
fréquence de « série encadrée de témoins » où des jeux de témoins supplémentaires
peuvent être placés à des intervalles définis dans la liste de travail. Si ce paramètre est
précisé, le Tigris DTS System exigera de placer un jeu de témoins après le nombre
défini d’échantillons de la série encadrée de témoins. Le Tigris DTS System évalue
automatiquement chacun des témoins de la liste de travail en fonction des critères cidessus et invalide tous les échantillons dans la ou les séries encadrées de témoins
concernées si les critères de témoin ne sont pas satisfaits. Consulter le Manuel de
l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual) pour de plus
amples renseignements.
5. Les témoins négatifs peuvent se révéler inefficaces pour surveiller la contamination
aléatoire de transfert. Voir Performance analytique du Tigris DTS System pour consulter
les résultats d’une étude analytique sur la contamination de transfert avec une valeur
cible élevée qui a été effectuée pour démontrer le contrôle de la contamination de
transfert sur le Tigris DTS System. Voir Performance analytique du Panther System
pour consulter les résultats d’une étude analytique sur la contamination de transfert
avec une valeur cible élevée qui a été effectuée pour démontrer le contrôle de la
contamination de transfert sur le Panther System.
C. Contrôle de la préparation des échantillons (facultative)
Le contrôle positif CT/contrôle négatif GC et le contrôle positif GC/contrôle négatif CT
fournis dans le kit servent de contrôles aux étapes de capture de cible, d’amplification et
de détection du test et doivent être inclus dans chaque série de test. Si on le souhaite,
des contrôles de la lyse cellulaire et de la stabilisation de l’ARN dans un milieu de
transport adéquat (solution PreservCyt, STM) peuvent être testés conformément aux
recommandations ou aux exigences des organismes d’accréditation concernés ou encore
selon les procédures particulières du laboratoire. Les échantillons positifs connus peuvent
servir de témoins s’ils sont préparés et testés avec des échantillons inconnus. Les
échantillons utilisés comme témoins de la préparation doivent être conservés, manipulés
et testés conformément à la notice de test. Les témoins de la préparation des
échantillons doivent être interprétés de la même manière que celle recommandée pour
les échantillons de patients. Voir Interprétation du test – CQ/Résultats patients, Résultats
des tests de patients.
D. Résultats des tests de patients
1. Si les témoins utilisés lors d’une série ne donnent pas les résultats attendus, les
résultats des tests des échantillons des patients faisant partie de la même série ne
doivent pas être validés.
2. Résultats des échantillons sur écouvillon, des échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt et d’urine (consulter les remarques ci-dessous).
Aptima Combo 2 Assay
40
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Interprétation du test – CQ/Résultats patients
a. Résultats initiaux
CT Pos.
Positif pour l’ARNr de CT.
CT Nég.
Présumé négatif pour l’ARNr de CT.
CT Équiv.
L’échantillon devra être testé à nouveau.
GC Pos.
Positif pour l’ARNr de GC.
GC Nég.
Présumé négatif pour l’ARNr de GC.
GC Équiv.
L’échantillon devra être testé à nouveau.
Invalide
L’échantillon devra être testé à nouveau.
b. Tester à nouveau les résultats
CT Pos.
Positif pour l’ARNr de CT.
CT Nég.
Présumé négatif pour l’ARNr de CT.
CT Équiv.
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté.
GC Pos.
Positif pour l’ARNr de GC.
GC Nég.
Présumé négatif pour l’ARNr de GC.
GC Équiv.
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté.
Invalide
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté.
Remarques :
• Il est conseillé d’examiner attentivement les données de performance pour interpréter les
résultats du test Aptima Combo 2 pour les individus asymptomatiques ou tout individu
venant d’une population à faible prévalence d’infection.
• Le premier résultat valide pour chaque analyte est celui qui doit être validé.
• Un résultat négatif n’exclut pas la présence d’une infection à CT ou à GC, étant donné que
les résultats peuvent être affectés par la qualité de la collecte des échantillons, l’absence
d’inhibiteurs et une quantité d’ARNr insuffisante pour être détectée. Les résultats des tests
peuvent être affectés par une mauvaise collecte des échantillons, une mauvaise
conservation des échantillons, une erreur technique ou une confusion entre échantillons.
• Comme c’est le cas avec toutes les méthodes sans culture, un échantillon positif obtenu
sur un patient après un traitement thérapeutique ne peut pas être interprété comme
indiquant la présence de CT ou de GC viables.
• Comme c’est le cas avec toutes les méthodes de test urinaire, un test d’urine négatif chez
une patiente cliniquement soupçonnée d’infection à Chlamydia ou gonococcique n’exclut
pas la présence de CT ou de GC dans l’appareil génito-urinaire. Dans ces situations, il est
recommandé de tester un échantillon endocervical. De la même façon, un test d’urine
négatif pour GC chez un sujet féminin a une valeur prédictive négative inférieure à celle
du résultat d’un écouvillon endocervical.
• Le test d’un échantillon endocervical est recommandé pour les patientes chez qui
l’examen clinique indique une infection à Chlamydia ou gonococcique. Si un échantillon
pour frottis cervical et un échantillon endocervical sur écouvillon sont collectés,
l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt doit être collecté avant l’échantillon
endocervical sur écouvillon.
Aptima Combo 2 Assay
41
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Limites
Limites
A. L’utilisation de ce test est réservée au personnel ayant été formé à la procédure. Le nonrespect des instructions figurant dans cette notice peut donner lieu à des résultats erronés.
B. Les substances interférentes suivantes (écouvillons pharyngés et rectaux) ont été évaluées
sur le Panther System : médicament pour herpès labial, baumes à lèvres, antitussifs,
pâtes à dents, rince-bouche, crème pour les hémorroïdes, laxatif, médicaments
antidiarrhéiques, antiacides et matières fécales. Les données n’ont souligné aucune
interférence de ces substances sur le test.
C. Les effets de l’utilisation de tampons hygiéniques ou de toilettes vaginales et des variables
de la collecte des échantillons n’ont pas été évalués pour la détection de CT ou de GC.
D. La présence de mucus dans les échantillons endocervicaux n’interfère pas avec la
détection de CT ou GC par le test Aptima Combo 2. Toutefois, afin d’assurer la collecte
des cellules infectées par CT, les cellules épithéliales cylindriques tapissant la région
endocervicale doivent être échantillonnées. Si l’excès de mucus n’est pas retiré,
l’échantillonnage de ces cellules n’est pas assuré.
E. Cette méthode a été testée en utilisant uniquement les échantillons suivants :
•
•
•
•
Échantillons endocervicaux, vaginaux, urétraux masculins, pharyngés et rectaux
collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon
Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt collectés par un clinicien
Échantillons vaginaux collectés par les patientes à l’aide d’un écouvillon
Échantillons d’urine féminins et masculins collectés par les patients
Le rendement du test sur des échantillons autres que ceux collectés à l’aide des kits de
collecte d’échantillons suivants n’a pas été évalué :
•
•
•
•
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon unisexe Aptima pour échantillons
endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon
Kit de collecte d’urine Aptima pour échantillons d’urine masculins et féminins
Kit de prélèvement d’échantillons sur écouvillon multitest Aptima
Le kit de transfert d’échantillons Aptima (pour les échantillons gynécologiques
collectés dans la solution PreservCyt)
F. L’échantillonnage des échantillons d’urine, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu
liquide PreservCyt n’est pas destiné à remplacer les examens cervicaux et les échantillons
endocervicaux dans le diagnostic des infections urogénitales chez la femme. Les patientes
peuvent souffrir d’une cervicite, d’une urétrite, d’une infection urinaire ou d’une infection
vaginale dues à d’autres causes ou à des infections parallèles par d’autres agents.
G. Le test Aptima Combo 2 n’est pas prévu pour l’évaluation d’abus sexuels présumés ou à
d’autres fins médico-légales. Pour les patients chez qui des résultats faussement positifs
peuvent avoir un impact psychosocial défavorable, le CDC recommande d’effectuer un
nouveau test (8).
H. La fiabilité des résultats dépend de la qualité de la collecte des échantillons. Étant donné
que le système de transport utilisé pour ce test ne permet pas l’évaluation microscopique
de la qualité des échantillons, il est nécessaire que les cliniciens soient formés aux
techniques de collecte d’échantillons appropriées. Consulter la notice du kit de collecte
d’échantillons Hologic correspondante.
Aptima Combo 2 Assay
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502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
I.
Limites
L’échec ou la réussite d’une thérapie ne peut être déterminé par le test Aptima Combo 2
étant donné que les acides nucléiques peuvent persister après une thérapie antimicrobienne
appropriée.
J. Les résultats du test Aptima Combo 2 doivent être interprétés en conjonction avec les
autres données de laboratoire et cliniques dont dispose le clinicien.
K. Un résultat négatif n’exclut pas une éventuelle infection étant donné que les résultats
dépendent de la qualité de la collecte de l’échantillon. Les résultats des tests peuvent
être influencés par une collecte inadéquate des échantillons, une mauvaise conservation
des échantillons, une erreur technique, une confusion entre échantillons ou un taux de
cible inférieur au seuil de détection du test.
L. Le test Aptima Combo 2 fournit des résultats qualitatifs. Il n’est donc pas possible d’établir
une corrélation entre l’intensité d’un signal de test positif et le nombre d’organismes dans
un échantillon.
M. Concernant les études cliniques des échantillons vaginaux, endocervicaux et urétraux
masculins sur écouvillon, ainsi que les échantillons d’urine, les caractéristiques de
performance de la détection de CT et de GC proviennent de populations à prévalence
d’infections élevée. Des résultats positifs dans des populations à faible prévalence
doivent être interprétés avec prudence sachant qu’il est plus probable d’obtenir un
résultat faussement positif que vraiment positif.
N. Concernant les études cliniques des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt,
la performance du test Aptima Combo 2 dans la détection de CT et de GC provient
essentiellement de populations à faible prévalence d’infections. Néanmoins, des résultats
positifs dans des populations à faible prévalence doivent être interprétés avec prudence
sachant qu’il est plus probable d’obtenir un résultat faussement positif que vraiment
positif.
O. Le rendement du kit de transfert d’échantillons Aptima n’a pas été évalué pour tester le
même échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt avant et après le traitement du
frottis avec le système ThinPrep.
P. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt traités avec des instruments
autres que les processeurs ThinPrep 2000 ou ThinPrep 5000 n’ont pas été évalués pour
être utilisés avec les tests Aptima.
Q. Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal offrent une option
de dépistage chez les femmes lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué.
R. L’utilisation d’échantillons collectés par le patient à l’aide d’un écouvillon vaginal, pharyngé
et rectal est limitée aux centres de soins de santé où des conseils ou du soutien sont
offerts pour expliquer les procédures et les précautions d’emploi.
S. Le test Aptima Combo 2 n’a pas été validé pour être utilisé avec des échantillons
collectés par des patients à domicile.
T. Les performances du test Aptima Combo 2 n’ont pas été évaluées chez les adolescents
de moins de 14 ans.
Aptima Combo 2 Assay
43
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Limites
U. Le rendement du Tigris DTS System n’a pas été déterminé à une altitude supérieure à
2 240 mètres. Des vérifications volumétriques ainsi que des études spécifiques au test
supplémentaires seront effectuées avant le processus d’installation et d’acceptation ou
dans le cadre de ce processus, pour les laboratoires situés à une altitude supérieure à
2 240 mètres.
V. Le rendement du Panther System n’a pas été déterminé à une altitude supérieure à
2 000 mètres.
W. Il ne semble pas y avoir de dégradation des acides nucléiques dans la solution
PreservCyt. Si un échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt présente une faible
quantité de matériel cellulaire de CT et de GC, il peut se produire une distribution
irrégulière de ce matériel cellulaire. De même, lorsqu’on le compare à l’échantillonnage
direct avec le milieu de transport d’échantillons Aptima, le volume additionnel de la
solution PreservCyt donne une dilution plus importante du matériel échantillonné. Ces
facteurs peuvent influencer la capacité à détecter une petite quantité d’organismes dans
le matériel collecté. Si les résultats négatifs de l’échantillon ne correspondent pas à
l’impression clinique, il pourrait être nécessaire d’utiliser un nouvel échantillon.
X. Les clients doivent valider indépendamment un processus de transfert LIS.
Aptima Combo 2 Assay
44
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Valeurs attendues pour les DTS Systems
Valeurs attendues pour les DTS Systems
Prévalence
La prévalence d’infections à CT et/ou à GC dans les populations de patients dépend des
facteurs de risque tels que l’âge, le sexe, la présence de symptômes, le type de clinique et
la méthode de test. Un résumé de la prévalence de trois résultats d’infections à CT et à GC
tels que déterminés par le test Aptima Combo 2 est indiqué dans les Tableaux 1a,1b, et 1c
pour trois études cliniques multicentriques par site clinique et de manière globale.
Prévalence des infections à C. trachomatis et/ou à N. gonorrhoeae telle que déterminée
par les résultats du test Aptima Combo 2 par site clinique
Tableau 1a : Échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, et échantillons d’urine
Échantillons endocervicaux et
urétraux masculins sur écouvillon
% prévalence (Nbre de positifs/Nbre testés)
Site
CT+/GC+
1
CT+/GC-
10,0
(39/392)
12,8
2
7,0
(13/186)
12,9
3
10,4
(48/462)
22,9
4
3,3
(9/270)
12,2
5
1,9
(10/533)
8,4
6
6,3
(43/678)
12,8
7
4,4
(11/252)
Tous
6,2
(173/2773)
(50/392)
Urine
% prévalence (Nbre de positifs/Nbre testés)
CT-/GC+
CT+/GC+
14,5
(57/392)
(24/186)
6,5
(106/462)
14,3
(33/270)
(45/533)
CT+/GC-
CT-/GC+
8,4
(33/395)
12,9
(51/395)
13,9
(55/395)
(12/186)
5,3
(13/245)
13,9
(66/462)
10,3
(48/465)
20,9
(34/245)
8,6
(21/245)
(97/465)
12,7
(59/465)
7,0
(19/270)
3,3
(9/270)
2,3
(12/533)
2,1
(12/567)
11,5
(31/270)
6,7
(18/270)
9,4
(53/567)
1,8
(87/678)
16,2
(110/678)
5,9
(40/681)
(10/567)
10,9
(74/681)
13,5
(92/681)
8,7
(22/252)
21,8
(55/252)
4,1
(12/295)
9,2
(27/295)
18,0
(53/295)
13,2
(367/2773)
11,9
(331/2773)
5,7
(167/2918)
12,6
(367/2918)
10,6
(308/2918)
Tableau 1b : Échantillons vaginaux collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon et échantillons vaginaux
collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon
Site
Échantillons vaginaux collectés par la patiente à l’aide
d’un écouvillon
% prévalence (Nbre de positifs/Nbre testés)
CT+/GC+
CT+/GC-
Échantillons vaginaux collectés
par un clinicien à l’aide d’un écouvillon
% prévalence (Nbre de positifs/Nbre testés)
CT-/GC+
CT+/GC+
CT+/GC-
1
1,8
(4/220)
16,4
(36/220)
4,1
(9/220)
3
(7/230)
15,7
(36/230)
2
9,6
(19/198)
18,7
(37/198)
6,6
(13/198)
9,5
(19/199)
18,1
3
0,9
(1/111)
9
(10/111)
2,7
(3/111)
0,9
(1/113)
9,7
4
0,4
(1/266)
9
(24/266)
1,9
(5/266)
0,4
(1/267)
5
0,5
(1/199)
7,5
(15/199)
0,5
(1/199)
0,5
(1/199)
6
2,8
(8/290)
10
(29/290)
5,5
(16/290)
2
7
0
(0/102)
11,8
(12/102)
0
(0/102)
8
0
(0/48)
8,3
(4/48)
2,1
(1/48)
Tous
2,4
(34/1434)
11,6
(167/1434)
3,3
(48/1434)
Aptima Combo 2 Assay
45
CT-/GC+
3,5
(8/230)
(36/199)
7
(14/199)
(11/113)
1,8
(2/113)
11,2
(30/267)
2,2
(6/267)
7
(14/199)
0,5
(1/199)
(6/296)
12,2
(36/296)
5,4
(16/296)
0
(0/102)
9,8
(10/102)
0
(0/102)
0
(0/51)
7,8
(4/51)
2
(1/51)
2,4
(35/1457)
12,1
(177/1457)
3,3
(48/1457)
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Valeurs attendues pour les DTS Systems
Tableau 1c : Échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt
Frottis en milieu liquide PreservCyt Solution
% prévalence (nbre positifs/nbre testés)
Site
1
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
3,0 (3/100)
13,0 (13/100)
2,0 (2/100)
2
0 (0/124)
3,2 (4/124)
0,8 (1/124)
3
0,4 (2/475)
6,1 (29/475)
0,4 (2/475)
4
0,4 (1/287)
4,2 (12/287)
0 (0/287)
5
0 (0/297)
5,1 (15/297)
1,0 (3/297)
6
0 (0/364)
5,5 (20/364)
0,6 (2/364)
TOUS
0,4 (6/1647)
5,6 (93/1647)
0,6 (10/1647)
Les prévalences de CT et de GC ont été calculées en utilisant les résultats du
test Aptima Combo 2 de l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Valeurs prédictives positives et négatives des taux de prévalence hypothétiques en
Amérique du Nord
Les valeurs prédictives positives et négatives (PPV et NPV) estimées pour différents taux de
prévalence en utilisant le test Aptima Combo 2 sont indiquées dans les Tableaux 2 et3cidessous pour CT et GC respectivement. Ces calculs sont basés sur la prévalence
hypothétique d’une sensibilité et d’une spécificité générales calculées d’après l’état d’infection
des patients dans deux études cliniques multicentriques. La sensibilité et la spécificité
générales à CT étaient respectivement de 96,1 % et 98,0 % (Tableau 2). La sensibilité et la
spécificité générales à GC étaient respectivement de 97,8 % et 99,2 % (Tableau 3). Les VPP
et VPN réelles calculées en utilisant les données des tests cliniques sont indiquées dans les
Tableaux 6a et10a (échantillons sur écouvillon et d’urine), Tableaux 6b et10b (échantillons
vaginaux sur écouvillon) et Tableaux 6c et10c (échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt).
Tableau 2 : VPP et VPN hypothétiques pour CT
Tableau 3 : VPP et VPN hypothétiques pour GC
Valeur
Taux de
Sensibilité Spécificité prédictive
prévalence
(%)
(%)
positive
(%)
(%)
Valeur
Taux de
Sensibilité Spécificité prédictive
prévalence
(%)
(%)
positive
(%)
(%)
Valeur
prédictive
négative
(%)
Valeur
prédictive
négative
(%)
1
96,1
98,0
33,1
100,0
1
97,8
99,2
55,3
100,0
2
96,1
98,0
50,0
99,9
2
97,8
99,2
71,4
100,0
5
96,1
98,0
72,0
99,8
5
97,8
99,2
86,6
99,9
10
96,1
98,0
84,5
99,6
10
97,8
99,2
93,2
99,7
15
96,1
98,0
89,6
99,3
15
97,8
99,2
95,6
99,6
20
96,1
98,0
92,4
99,0
20
97,8
99,2
96,8
99,4
25
96,1
98,0
94,2
98,7
25
97,8
99,2
97,6
99,2
30
96,1
98,0
95,4
98,3
30
97,8
99,2
98,1
99,0
Aptima Combo 2 Assay
46
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
DTS Systems Performance clinique
Consulter Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System après le
chapitre Performance analytique des DTS Systems pour connaître le rendement clinique
spécifique au Tigris DTS System.
Résultats des études cliniques
Le rendement du test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems a été établi dans trois études
cliniques multicentriques effectuées en Amérique du Nord. La première étude clinique
multicentrique a évalué des échantillons endocervicaux et urétraux masculins collectés
par des cliniciens à l’aide d’un écouvillon et des échantillons d’urine masculins et féminins
provenant de 1 363 sujets masculins et 1 569 sujets féminins inscrits dans sept sites
cliniques géographiquement répartis. La seconde étude clinique multicentrique a évalué des
échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à l’aide d’un écouvillon chez
1 464 sujets féminins inscrits dans huit sites cliniques géographiquement répartis. La
troisième étude clinique multicentrique a évalué les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt provenant de 1 647 sujets inscrits dans six sites cliniques. Lors des calculs de
performance basés sur l’état des symptômes, les sujets ont été classés comme
symptomatiques s’ils ont fait état d’écoulements, de dysuries, de douleurs pelviennes et
d’autres symptômes de cet ordre. Les sujets ont été classés asymptomatiques s’ils n’ont fait
état d’aucun symptôme.
Étude clinique des échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon
et d’urine
Dans l’étude clinique multicentrique des échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux sur
écouvillon et d’urine, 2 932 sujets masculins et féminins symptomatiques et asymptomatiques
ayant consulté dans des cliniques pour ITS, des gynécologues/obstétriciens et des centres
de planification familiale ont été inscrits dans l’étude. Jusqu’à trois écouvillons urétraux et un
échantillon d’urine ont été collectés chez les sujets masculins et quatre écouvillons
endocervicaux et un échantillon d’urine chez les sujets féminins. Pour les sujets masculins
fournissant un écouvillon urétral, le test comprenait uniquement la culture de GC. Pour les
sujets masculins fournissant trois écouvillons, les tests comprenaient la culture de GC, le test
Aptima Combo 2 et des TAAN offerts sur le marché pour CT et GC. Les tests des écouvillons
endocervicaux comprenaient le test Aptima Combo 2, deux TAAN offerts sur le marché pour
CT, un TAAN offert sur le marché pour GC, et la culture de GC. L’écouvillon de culture de
GC a été collecté en premier et l’ordre de collecte des écouvillons restants a été alterné pour
minimiser les biais de prélèvement. L’urine a été testée avec le test Aptima Combo 2, deux
TAAN offerts sur le marché pour CT, et un test amplifié pour GC offert sur le marché. Les
tests d’amplification offerts sur le marché ont été utilisés comme tests de référence dans
l’étude clinique du test Aptima Combo 2.
Tous les calculs de performance étaient basés sur le nombre total d’échantillons endocervicaux
et urétraux masculins sur écouvillon et d’échantillons d’urine masculins et féminins du test
Aptima Combo 2 comparés à un algorithme de l’état d’infection des patients pour chacun des
deux sexes. Dans chaque algorithme spécifique au sexe, la désignation d’un sujet comme
étant infecté, non infecté, ou avec résultats non concluants se basait sur les résultats
combinés des écouvillons endocervicaux et urétraux masculins du TAAN de référence et des
échantillons d’urine. Concernant l’état d’infection à CT, deux résultats positifs avec un TAAN
de référence de toute forme de combinaison d’écouvillon et d’échantillon d’urine désignaient
le sujet comme étant infecté. Si tous les résultats du test de référence étaient négatifs, le
sujet était désigné comme non infecté. Si un seul résultat était positif, le sujet était désigné
Aptima Combo 2 Assay
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502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
comme non concluant. Concernant l’état d’infection à GC, une culture positive, ou des
résultats d’écouvillon ou d’urine positifs avec le test amplifié de référence, désignait le sujet
comme étant infecté. Une culture négative accompagnée d’un seul résultat positif avec le
test amplifié de référence donnait lieu à un état non concluant. Si tous les résultats du test
de référence étaient négatifs, le sujet était désigné comme non infecté. Si tous les résultats
du test de référence étaient négatifs, le sujet était désigné comme non infecté. Les Tableaux
7a, 7b, 7c, 8, 11a, 11b, 11c, et 12 résument la fréquence des résultats du test pour les deux
TAAN de référence et le test Aptima Combo 2 chez les sujets de l’étude clinique.
Les résultats du test Aptima Combo 2 pour les échantillons endocervicaux et urétraux
masculins collectés par des cliniciens à l’aide d’un écouvillon, ainsi que les échantillons
d’urine masculins et féminins, ont été comparés à l’algorithme de l’état d’infection des
patients pour déterminer la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives. Au total,
15 661 résultats de test CT et 14 144 de test GC ont été utilisés dans l’analyse de données.
La sensibilité et la spécificité à CT par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont
présentées dans le Tableau 5a. Le Tableau 6a indique la sensibilité, la spécificité et les
valeurs prédictives pour CT du test Aptima Combo 2 selon l’état d’infection des patients pour
chaque site clinique et dans l’ensemble. La sensibilité et la spécificité de détection de GC
par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont présentées dans le Tableau 9a. Le
Tableau 10a indique la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives pour GC du test
Aptima Combo 2 selon l’état d’infection des patients pour chaque site clinique et dans
l’ensemble. Les échantillons positifs avec le test Aptima Combo 2 et avec un état d’infection
des patients négatif (c.-à-d. faussement positifs en apparence) ont été testés avec d’autres
tests d’amplification Hologic pour CT et GC. Ces tests amplifient des séquences de CT et de
GC qui sont différentes de celles amplifiées avec le test Aptima Combo 2. Les tests ont été
effectués sur un échantillon à la fois (c.-à-d. pas nécessairement sur des échantillons sur
écouvillon et d’urine associés) et les résultats des tests d’amplification de remplacement
n’ont pas été utilisés pour changer les catégories initiales des patients (Tableaux 5a et9a).
L’effet du sang a été évalué dans les échantillons endocervicaux sur écouvillon pour établir
la performance des tests CT et GC. Sur les 2 454 échantillons dont la performance CT a été
évaluée, 234 (9,5 %) étaient teintés de sang. Sur les 2 829 échantillons dont la performance
GC a été évaluée, 247 (8,7 %) étaient teintés de sang. La performance du test aussi bien
pour CT que pour GC n’a pas été statistiquement différente pour les échantillons teintés de
sang que pour ceux qui ne l’étaient pas. On trouvera des renseignements supplémentaires
sur les tests de détection du sang dans la section Substances interférentes.
La performance du test avec des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine chez
les femmes enceintes a été évaluée lors de l’étude clinique. Pour CT, la sensibilité des
échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été respectivement de 100 % (8/8) et
de 100 % (8/8). La spécificité des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été
respectivement de 95,8 % (23/24) et de 100 % (24/24). Pour GC, la sensibilité des échantillons
endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été respectivement de 100 % (8/8) et de 100 %
(8/8). La spécificité des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été
respectivement de 100 % (26/26) et de 100 % (26/26).
Sur les 11 406 résultats des tests Aptima Combo 2 de cette étude clinique multicentrique,
trois résultats pour CT et neuf pour GC étaient équivoques sur les tests successifs et ont été
exclus de l’analyse. Un échantillon était invalide pour les résultats CT et GC et a été exclu
de l’étude.
Aptima Combo 2 Assay
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502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
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DTS Systems Performance clinique
Étude clinique des échantillons vaginaux sur écouvillon
Dans l’étude clinique multicentrique des écouvillons vaginaux, 1 464 sujets féminins
symptomatiques et asymptomatiques se rendant dans des centres pour ITS, chez des
gynécologues/obstétriciens, dans des cliniques pour adolescents et des centres de planification
familiale, ont été évalués lors de l’étude clinique. Sur les 646 sujets asymptomatiques
participant à l’étude, deux avaient moins de 16 ans, 158 avaient entre 16 et 20 ans, 231
avaient entre 21 et 25 ans et 255 avaient plus de 25 ans. Sur les 818 sujets symptomatiques
participant à l’étude, 160 avaient entre 16 et 20 ans, 324 avaient entre 21 et 25 ans et 334
avaient plus de 25 ans. Cinq échantillons ont été collectés chez chaque sujet admissible : un
échantillon d’urine, un échantillon vaginal collecté par la patiente à l’aide d’un écouvillon, un
échantillon vaginal sur écouvillon collecté par un clinicien à l’aide d’un écouvillon et deux
échantillons endocervicaux aléatoires sur écouvillon. Les résultats du test Aptima Combo 2
ont été obtenus à partir des deux échantillons vaginaux sur écouvillon, d’un des échantillons
endocervicaux sur écouvillon, et d’une aliquote de l’échantillon d’urine. Le deuxième
échantillon endocervical sur écouvillon et la deuxième aliquote de l’échantillon d’urine ont été
testés en utilisant un autre TAAN pour CT offert sur le marché ainsi qu’un autre TAAN pour
GC offert sur le marché. Les échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine testés avec
le test Aptima Combo 2 ainsi que les autres TAAN offerts sur le marché ont été utilisés
comme TAAN de référence pour déterminer l’état d’infection de chaque sujet de l’étude
clinique des échantillons vaginaux sur écouvillon. L’analyse des échantillons a été effectuée
soit sur le site d’inscription des sujets, soit dans un site d’analyse externe.
Tous les calculs de performance étaient basés sur le nombre total des résultats du test
Aptima Combo 2 pour les échantillons vaginaux collectés par des patientes et par des
cliniciens à l’aide d’un écouvillon comparés à l’algorithme de l’état d’infection d’un patient. Au
total, 2 073 résultats de test CT et 2 073 résultats de test d’écouvillon vaginaux ont été
utilisés dans l’analyse de données. Dans l’algorithme, la désignation d’un sujet comme étant
infecté ou non infecté par CT ou GC était basée sur les résultats des échantillons
endocervicaux sur écouvillon ou d’urine du test Aptima Combo 2 offert sur le marché ainsi
que de l’autre TAAN offert sur le marché. Les sujets étaient considérés infectés par CT ou
par GC si deux des quatre échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine étaient
positifs avec le test Aptima Combo 2 et l’autre TAAN de référence (un échantillon testant
positif dans chaque TAAN). Les sujets étaient considérés non infectés si moins de deux
résultats de TAAN de référence étaient positifs. Les Tableaux 7b et 11b résument le nombre
des résultats de sujets symptomatiques et asymptomatiques désignés comme infectés ou
non infectés respectivement par CT ou GC, selon l’algorithme de l’état d’infection des
patients. Pour cette étude clinique, deux TAAN offerts sur le marché ont été utilisés afin de
déterminer l’état d’infection à GC. La culture n’a pas été utilisée comme test de référence du
fait que le test Aptima Combo 2 a déjà été évalué par rapport à cette culture avec d’autres
types d’échantillons (consulter Étude clinique des échantillons endocervicaux et urétraux
masculins sur écouvillon et d’urine pour de plus amples détails).
La sensibilité et la spécificité à CT par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont
présentées dans le Tableau 5b. Le Tableau 6b indique la sensibilité, la spécificité et les
valeurs prédictives pour CT du test Aptima Combo 2 selon l’état d’infection des patients pour
chaque site clinique et dans l’ensemble. La sensibilité et la spécificité de détection de GC
par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont présentées dans le Tableau 9b.
Le Tableau 9b indique la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives pour GC du test
Aptima Combo 2 selon l’état d’infection des patients pour chaque site clinique et dans
l’ensemble. Les échantillons pour lesquels le test Aptima Combo 2 était positif alors que l’état
d’infection du patient était négatif (c.-à-d. a priori des faux positifs) ont été analysés par des
tests TMA de remplacement pour CT et GC; les séquences cibles de ces tests TMA de
remplacement étaient distinctes de celles ciblées par le test Aptima Combo 2. Les résultats
des tests TMA de remplacement n’ont pas été utilisés pour changer les catégories initiales
des patients (Tableaux 5b et9b).
Aptima Combo 2 Assay
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Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Sur les 1 464 sujets inscrits, 13 sujets avaient un état d’infection à CT inconnu et 14 sujets
un état d’infection à GC inconnu. Les sujets ont été désignés comme ayant un état
d’infection inconnu si des résultats incomplets empêchaient de déterminer de manière
concluante leur état d’infection. Les résultats obtenus auprès de ces sujets n’ont été inclus
dans aucun des calculs de performance. Sur les 5 782 résultats d’écouvillons vaginaux
du test Aptima Combo 2 de l’étude clinique multicentrique, seul un faible pourcentage
(28, 0,5 %) d’échantillons vaginaux sur écouvillon a initialement donné des résultats de test
invalides ou équivoques pour CT ou GC. Lors des tests de répétition, seulement trois
résultats CT et deux résultats GC étaient équivoques et ont été exclus de l’analyse.
Aucun échantillon n’a donné un résultat invalide lors des tests de répétition.
Étude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Une étude clinique prospective multicentrique a été effectuée pour évaluer l’utilisation de
la solution PreservCyt (un composant du système ThinPrep 2000) comme milieu de
remplacement pour les échantillons gynécologiques dans la détection de CT et de GC. Mille
six cent quarante-sept (1 647) sujets féminins symptomatiques et asymptomatiques se
rendant chez des gynécologues/obstétriciens, des centres de planification familiale, des
dispensaires, et des cliniques pour femmes et pour ITS, ont été évalués lors de l’étude
clinique. Sur les 1 647 sujets évaluables, 1 288 étaient des sujets asymptomatiques et 359
des sujets symptomatiques. Les sujets ont été inscrits dans des sites où la prévalence de CT
s’échelonnait de 3,2 % à 14,0 %, et de 0,0 % à 5,0 % pour GC. Deux échantillons ont été
collectés chez chaque sujet admissible : un frottis en milieu liquide PreservCyt et un
échantillon endocervical sur écouvillon. Les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt ont été traités conformément au Manuel de l’utilisateur du processeur
ThinPrep 2000 (ThinPrep 2000 Processor Operator’s Manual) et à la notice du kit de
transfert d’échantillons Aptima. Après traitement de l’échantillon de frottis en milieu liquide
PreservCyt avec le processeur ThinPrep 2000, l’échantillon a été transféré dans le kit de
transfert d’échantillons Aptima pour être testé à l’aide du test Aptima Combo 2. Les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt et les échantillons endocervicaux sur
écouvillon ont été testés à l’aide du test Aptima Combo 2.
La sensibilité et la spécificité des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été
calculées en comparant les résultats à un algorithme de l’état d’infection des patients. Dans
l’algorithme, la désignation d’un sujet comme étant infecté ou non infecté par CT ou GC était
basée sur les résultats des échantillons endocervicaux sur écouvillon ou d’urine de deux TAAN
offerts sur le marché (Tableaux 7c et 11c). Concernant CT, les TAAN de référence comprenaient
le test Aptima Combo 2 et le test Aptima CT. Concernant GC, les TAAN de référence
comprenaient le test Aptima Combo 2 et le test Aptima GC. Des résultats positifs aux deux
TAAN de référence étaient nécessaires pour établir l’infection du patient. Le patient était jugé
non infecté en cas de discordance ou de résultats négatifs avec les deux TAAN de référence.
La sensibilité et la spécificité de détection de CT des échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt testés avec le test Aptima Combo 2 sont présentées par état des symptômes et
pour l’ensemble au Tableau 5c. Concernant CT, la sensibilité a été de 96,7 % (87/90) sur
l’ensemble. Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, la sensibilité était
respectivement de 96,7 % (29/30) et 96,7 % (58/60). La spécificité pour les échantillons de
frottis en milieu liquide PreservCyt était de 99,2 % (1 545/1 557) sur l’ensemble. Chez les
sujets symptomatiques et asymptomatiques, la spécificité était respectivement de 98,5 %
(324/329) et 99,4 % (1 221/1 228). Le Tableau 6c donne les valeurs de spécificité et de
sensibilité du test Aptima Combo 2 pour CT dans les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt pour chaque site clinique et dans l’ensemble. Concernant CT, la sensibilité
s’échelonnait de 92,9 % à 100 %. La spécificité s’échelonnait de 97,7 % à 100 %.
Aptima Combo 2 Assay
50
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Aptima Combo 2
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DTS Systems Performance clinique
La sensibilité et la spécificité de détection de GC des échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt testés avec le test Aptima Combo 2 sont présentées par état des symptômes et
pour l’ensemble dans le Tableau 9c. Concernant GC, la spécificité globale était de 92,3 %
(12/13). Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, la sensibilité était
respectivement de 100 % (7/7) et 83,3 % (5/6). La spécificité globale de GC des échantillons
de frottis en milieu liquide PreservCyt était de 99,8 % (1 630/1 634). Chez les sujets
symptomatiques et asymptomatiques, la spécificité était respectivement de 100% (352/352)
et 99,7% (1278/1282). Le Tableau 10c donne les valeurs de spécificité et de sensibilité du
test Aptima Combo 2 pour GC dans les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
pour chaque site clinique et dans l’ensemble. Concernant GC, la sensibilité s’échelonnait de
80,0 % à 100 %. La spécificité s’échelonnait de 99,0 % à 100 %.
La distribution par site clinique des dispositifs d’échantillonnage cervical de cette étude
clinique est résumée dans le Tableau 4.
Tableau 4 : Résumé concernant les dispositifs d’échantillonnage cervical utilisés dans l’étude
des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Dispositif d’échantillonnage
cervical
Site clinique de collecte
1
2
3
4
Spatule/cytobrosse
0
124
475
Dispositif endocervical de type balai
100
0
0
Aptima Combo 2 Assay
51
Total
5
6
287
57
364
1307
0
240
0
340
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Aptima Combo 2
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DTS Systems Performance clinique
Tableaux de performance pour Chlamydia trachomatis
Sensibilité et spécificité à C. trachomatis
Tableau 5a : Échantillons du test Aptima Combo 2 comparés au statut des patients infectés
Échantillon
Écouvillon
Homme
Urine
Écouvillon
Femme
Urine
Écouvillon
Total
Urine
État des
symptômes
N
TP
FP4
TN
FN
Sympt.
676
190
15a
464
7
Asympt.
388
70
5
309
4
94,6 % (86,7 - 98,5) 98,4 % (96,3 - 99,5)
Tous1
1065
260
20c
774
11
95,9 % (92,9 - 98,0)
Sympt.
694
199
8d
484
3
98,5 % (95,7 - 99,7) 98,4 % (96,8 - 99,3)
Asympt.
400
77
4
316
3
96,3 % (89,4 - 99,2)
98,8% (96,8 - 99,7)
Tous1
1095
276
12f
801
6
97,9% (95,4 - 99,2)
98,5% (97,4 - 99,2)
Sympt.
819
133
22g
653
11
92,4 % (86,7 - 96,1) 96,7 % (95,1 - 97,9)
Asympt.
569
61
6
501
1
98,4 % (91,3 - 100)
Tous2
1389
195
28i
1154
12
94,2 % (90,1 - 97,0) 97,6 % (96,6 - 98,4)
Sympt.
821
136
8j
668
9
93,8 % (88,5 - 97,1)
98,8% (97,7 - 99,5)
Asympt.
569
60
5
502
2
96,8% (88,8 - 99,6)
99,0% (97,7 - 99,7)
Tous2
1391
197
13l
1170
11
94,7 % (90,7 - 97,3) 98,9 % (98,1 - 99,4)
Sympt.
1495
323
37m
1117
18
94,7 % (91,8 - 96,8) 96,8 % (95,6 - 97,7)
Asympt.
957
131
11
810
5
96,3 % (91,6 - 98,8)
98,7% (97,6 - 99,3)
Tous3
2454
455
48o
1928
23
95,2 % (92,9 - 96,9)
97,6% (96,8 - 98,2)
Sympt.
1515
335
16p
1152
12
96,5% (94,0 - 98,2)
98,6% (97,8 - 99,2)
Asympt.
969
137
9
Tous3
2486
473
25r
b
e
h
k
n
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
96,4 % (92,8 - 98,6) 96,9 % (94,9 - 98,2)
97,5% (96,1 - 98,5)
98,8 % (97,4 - 99,6)
818
5
96,5% (92,0 - 98,8)
98,9% (97,9 - 99,5)
1971
17
96,5% (94,5 - 98,0)
98,7% (98,2 - 99,2)
q
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
1
Comprend 1 sujet masculin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
2
Comprend 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
3
Comprend 1 sujet masculin et 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
4
Les résultats du test TMA de remplacement pour CT représentent le nbre de résultats positifs/le nbre d’échantillons
testés : a : 11/14; b : 3/5; c : 14/19; d : 4/8; e : 0/4;
f : 4/12; g : 18/22; h : 4/6; i : 22/28; j : 2/8; k : 1/5; l : 3/13, m : 29/36, n : 7/11, o : 36/47, p : 6/16, q : 1/9, et r : 7/25.
Tableau 5b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test Aptima Combo 2 comparés à l’état
d’infection des patients
Échantillon
État des
symptômes
N
TP
FP1
TN
FN
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
Collecté par Écouvillon
la patiente
vaginal
Asympt.
628
60
18a
549
1
98,4 % (91,2 - 100)
96,8 % (95,0 - 98,1)
Sympt.
809
111
25b
669
4
96,5 % (91,3 - 99,0)
96,4% (94,7 - 97,7)
Asympt.
636
59
16
559
2
96,7% (88,7 - 99,6)
97,2% (95,5 - 98,4)
Tous
1445
170
41
1228
6
96,6 % (92,7 - 98,7) 96,8 % (95,6 - 97,7)
Collecté par Écouvillon
un clinicien
vaginal
c
d
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
Les résultats du test TMA d’amplification de remplacement pour CT représentent le nbre de résultats positifs/le nbre
d’échantillons testés : a : 15/18, b : 17/25, c : 15/16, et d : 32/41.
1
Aptima Combo 2 Assay
52
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 5c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection
des patients
État des
symptômes
Asympt.
Sympt.
Tous
Résultats AC2/CT
PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
58
1
0
6
Négatif
2
1
12
1208
Total
60
2
12
1214
Positif
29
0
0
5
Négatif
1
3
4
317
Total
30
3
4
322
Positif
87
1
0
11
Négatif
3
4
16
1525
Total
90
5
16
1536
Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %)
96,7 % (88,5 - 99,6)
99,4% (98,8 - 99,8)
96,7 % (82,8 - 99,9)
98,5% (96,5 - 99,5)
96,7 % (90,6 - 99,3)
99,2% (98,7 - 99,6)
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test ACT.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test ACT.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test ACT.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test ACT.
Aptima Combo 2 Assay
53
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Performance pour C. trachomatis par site clinique
Tableau 6a : Comparaison des échantillons du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection des patients
Échantillon
Écouvillon
Site
N
TP
FP
TN
FN
Prév.
(%)
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
VPP
(%)
VPN
(%)
1
157
35
6
115
1
22,9
97,2 % (85,5 - 99,9)
95,0% (89,5 - 98,2)
85,4
99,1
2
93
19
2
72
0
20,4
100% (82,4 - 100)
97,3% (90,6 - 99,7)
90,5
100
3
248
76
5
165
2
31,5
97,4% (91,0 - 99,7)
97,1% (93,3 - 99,0)
93,8
98,8
4
51
12
1
38
0
23,5
100% (73,5 - 100)
97,4% (86,5 - 99,9)
92,3
100
5
138
24
0
113
1
18,1
96,0% (79,6 - 99,9)
100% (96,8 - 100)
100
99,1
6
353
74
6
268
5
22,4
93,7% (85,8 - 97,9)
97,8% (95,3 - 99,2)
92,5
98,2
7
25
TOUS 1065
Homme
Urine
Urine
3
2
88,0*
90,9 % (70,8 - 98,9)
100% (29,2 - 100)
100
60,0
774
11
25,4
95,9 % (92,9 - 98,0)
97,5% (96,1 - 98,5)
92,9
98,6
157
35
6
115
1
22,9
97,2 % (85,5 - 99,9)
95,0% (89,5 - 98,2)
85,4
99,1
2
96
22
1
73
0
22,9
100% (84,6 - 100)
98,6% (92,7 - 100)
95,7
100
3
249
78
2
169
0
31,3
100% (95,4 - 100)
100% (95,8 - 99,9)
97,5
100
4
51
12
0
39
0
23,5
100% (73,5 - 100)
98,8% (91,0 - 100)
100
100
5
162
31
2
129
0
19,1
100% (88,8 - 100)
98,5 % (94,6 - 99,8)
93,9
100
6
353
74
1
273
5
22,4
93,7% (85,8 - 97,9)
99,6% (98,0 - 100)
98,7
98,2
7
27
24
0
3
0
88,9*
100% (85,8 - 100)
100% (29,2 - 100)
100
100
276
12
801
6
25,8
97,9% (95,4 - 99,2)
98,5% (97,4 - 99,2)
95,8
99,3
34
4
110
2
24,0
94,4% (81,3 - 99,3)
96,5 % (91,3 - 99,0)
89,5
98,2
1
Femme
0
20
1
TOUS 1095
Écouvillon
20
260
150
2
81
11
1
68
1
14,8
91,7% (61,5 - 99,8)
98,6% (92,2 - 100)
91,7
98,6
3
184
51
13
114
6
31,0
89,5 % (78,5 - 96,0)
89,8 % (83,1 - 94,4)
79,7
95,0
4
196
27
2
167
0
13,8
100% (87,2 - 100)
98,8% (95,8 - 99,9)
93,1
100
5
370
27
1
341
1
7,6
96,4% (81,7 - 99,9)
99,7% (98,4 - 100)
96,4
99,7
6
274
35
7
230
2
13,5
94,6% (81,8 - 99,3)
97,0% (94,0 - 98,8)
83,3
99,1
7
134
10
0
124
0
7,5
100% (69,2 - 100)
100% (97,1 - 100)
100
100
TOUS 1389
195
28
1154
12
14,9
94,2 % (90,1 - 97,0)
97,6 % (96,6 - 98,4)
87,4
99,0
1
150
34
4
110
2
24,0
94,4% (81,3 - 99,3)
96,5 % (91,3 - 99,0)
89,5
98,2
2
81
12
1
68
0
14,8
100% (73,5 - 100)
98,6% (92,2 - 100)
92,3
100
3
185
54
3
125
3
30,8
94,7% (85,4 - 98,9)
97,7% (93,3 - 99,5)
94,7
97,7
4
196
24
2
167
3
13,8
88,9 % (70,8 - 97,6)
98,8% (95,8 - 99,9)
92,3
98,2
5
369
28
2
338
1
7,9
96,6% (82,2 - 99,9)
99,4% (97,9 - 99,9)
93,3
99,7
6
276
35
1
238
2
13,4
94,6% (81,8 - 99,3)
99,6% (97,7 - 100)
97,2
99,2
7
134
10
0
124
0
7,5
100% (69,2 - 100)
100% (97,1 - 100)
100
100
TOUS 1391
197
13
1170
11
15,0
94,7 % (90,7 - 97,3)
98,9 % (98,1 - 99,4)
93,8
99,1
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
* Prévalence surestimée due au fait que la collecte initiale s’est limitée au dépistage des sujets symptomatiques.
Aptima Combo 2 Assay
54
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 6b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test Aptima Combo 2 comparés à l’état d’infection des
patients
Échantillon
Collecté
Écouvillon
par la
vaginal
patiente
Collecté
Écouvillon
par un
vaginal
clinicien
Site
N
TP
FP
TN
FN
Prév.
(%)
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
VPP
(%)
VPN
(%)
1
70
14
3
53
0
20,0
100% (76,8 - 100)
94,6% (85,1 - 98,9)
82,4
100
2
45
13
3
29
0
28,9
100% (75,3 - 100)
90,6% (75,0 - 98,0)
81,3
100
3
45
4
2
39
0
8,9
100% (39,8 - 100)
95,1% (83,5 - 99,4)
66,7
100
4
152
6
3
142
1
4,6
85,7% (42,1 - 99,6) 99,7% (94,1 - 99,6)
66,7
99,3
5
130
7
3
120
0
5,4
100% (59,0 - 100)
97,6% (93,0 - 99,5)
70,0
100
6
75
8
2
65
0
10,7
100% (63,1 - 100)
97,0% (89,6 - 99,6)
80,0
100
7
68
5
1
62
0
7,4
100% (47,8 - 100)
98,4 % (91,5 - 100)
83,3
100
97,5% (86,8 - 99,9)
8
43
3
1
39
0
7,0
100% (29,2 - 100)
75,0
100
TOUS
628
60
18
549
1
9,7
98,4 % (91,2 - 100) 96,8 % (95,0 - 98,1) 76,9
99,8
1
227
34
9
182
2
15,9
94,4% (81,3 - 99,3) 95,3 % (91,2 - 97,8) 79,1
98,9
2
196
50
5
139
2
26,5
96,2% (86,8 - 99,5) 96,5% (92,1 - 98,9)
90,9
98,6
3
113
9
3
101
0
8,0
100% (66,4 - 100)
97,1% (91,8 - 99,4)
75,0
100
4
262
19
11
231
1
7,6
95,0% (75,1 - 99,9) 95,5% (92,0 - 97,7)
63,3
99,6
5
199
13
2
184
0
6,5
100% (75,3 - 100)
98,9% (96,2 - 99,9)
86,7
100
6
296
33
9
254
0
11,1
100% (89,4 - 100)
96,6% (93,6 - 98,4)
78,6
100
7
102
9
1
91
1
9,8
90,0% (55,5 - 99,7) 98,9% (94,1 - 100)
90,0
98,9
100% (29,2 - 100)
75,0
100
96,6 % (92,7 - 98,7) 96,8 % (95,6 - 97,7) 80,6
99,5
8
50
3
1
46
0
6,0
TOUS
1445
170
41
1228
6
12,2
97,9% (88,7 - 99,9)
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
Aptima Combo 2 Assay
55
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 6c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection des patients
Site
1
2
3
4
5
6
Tous
Résultats AC2/CT
PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
14
0
0
2
Négatif
0
0
1
83
Total
14
0
1
85
Positif
4
0
0
0
Négatif
0
0
2
118
Total
4
0
2
118
Positif
29
0
0
2
Négatif
2
0
2
440
Total
31
0
2
442
Positif
8
1
0
4
Négatif
0
2
1
271
Total
8
3
1
275
Positif
13
0
0
2
Négatif
1
1
4
276
Total
14
1
4
278
Positif
19
0
0
1
Négatif
0
1
6
337
338
Total
19
1
6
Positif
87
1
0
11
Négatif
3
4
16
1525
Total
90
5
16
1536
Prév.
(%)
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
VPP
(%)
VPN
(%)
14,0
100% (76,8 - 100)
97,7% (91,9 - 99,7)
87,5
100
3,2
100% (39,8 - 100)
100% (97,0 - 100)
100
100
6,5
93,5% (78,6 - 99,2)
99,5% (98,4 - 99,9)
93,5
99,5
2,8
100% (63,1 - 100)
98,2% (95,9 - 99,4)
61,5
100
4,7
92,9% (66,1 - 99,8)
99,3% (97,5 - 99,9)
86,7
99,6
5,2
100% (82,4 - 100)
99,7% (98,4 - 100)
95,0
100
5,5
96,7 % (90,6 - 99,3)
99,2% (98,7 - 99,6)
87,9
99,8
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur
écouvillon avec le test ACT.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur
écouvillon avec le test ACT.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur
écouvillon avec le test ACT.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical sur
écouvillon avec le test ACT.
Aptima Combo 2 Assay
56
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Analyse de Chlamydia trachomatis pour l’état d’infection de patientes
Tableau 7a : Écouvillon endocervical et échantillon d’urine
État d’infection de la
patiente
TAAN 1
Test Aptima
Combo 2
TAAN 2
État des
symptômes
FU
FS
FU
FS
FU
FS
Sympt.
Asympt.
Infectée
S.O.
S.O.
+
+
+
+
1
0
Infectée
S.O.
+
S.O.
+
+
+
1
0
Infectée
S.O.
+
+
+
-
+
0
1
Infectée
-
+
S.O.
+
-
+
1
0
Infectée
-
+
-
+
-
+
4
0
Infectée
-
+
-
+
+
+
6
1
Infectée
-
+
+
+
-
+
1
0
3
Infectée
-
+
+
+
+
+
7
Infectée
+
S.O.
+
+
+
+
1
0
Infectée
+
-
S.O.
+
+
-
1
0
Infectée
+
-
+
-
-
-
1
0
Infectée
+
-
+
-
+
-
7
1
Infectée
+
-
+
-
+
+
2
1
Infectée
+
-
+
+
+
-
1
0
Infectée
+
-
+
+
+
+
3
3
Infectée
+
+
S.O.
+
+
+
6
2
Infectée
+
+
-
S.O.
+
+
1
0
Infectée
+
+
-
+
+
+
7
3
Infectée
+
+
+
S.O.
+
+
1
0
Infectée
+
+
+
-
+
+
2
2
Infectée
+
+
+
+
-
-
1
0
Infectée
+
+
+
+
-
+
1
1
Infectée
+
+
+
+
+
S.O.
1
0
Infectée
+
+
+
+
+
+
88
44
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
-
1
1
Non infectée
-
-
-
-
-
S.O.
2
1
Non infectée
-
-
-
-
-
-
648
497
Non infectée
-
-
-
-
-
+
18
4
Non infectée
-
-
-
-
+
-
4
3
Non infectée
-
-
-
-
+
+
Total
4
2
822
570
FU = urine féminine; FS = écouvillon endocervical féminin.
« S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test.
Aptima Combo 2 Assay
57
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 7b : Échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à l’aide d’un écouvillon
État d’infection de la
patiente
TAAN 2
(Aptima Combo 2)
TAAN 1
Test Aptima
Combo 2
État des
symptômes
Total
FS
FU
FS
FU
PVS
CVS
Sympt.
Asympt.
Infectée
+
+
+
+
+
+
79
43
122
Infectée
+
+
+
+
+
-
0
1
1
Infectée
+
+
+
+
-
+
1
0
1
Infectée
+
+
+
+
S.O.
-
1
0
1
Infectée
+
-
+
+
+
+
8
5
13
Infectée
+
-
+
+
-
-
1
0
1
Infectée
+
-
+
+
S.O.
+
1
0
1
Infectée
+
=
+
+
+
+
1
0
1
Infectée
-
+
+
+
+
+
8
3
11
Infectée
-
+
+
+
-
-
1
0
1
Infectée
-
-
+
+
+
+
1
2
3
Infectée
-
S.O.
+
+
+
+
1
0
1
Infectée
+
+
+
-
+
+
5
3
8
Infectée
+
-
+
-
+
+
5
0
5
Infectée
+
-
+
-
-
+
2
0
2
Infectée
+
+
-
+
+
+
0
1
1
Infectée
-
+
-
+
+
+
1
4
5
Infectée
-
+
-
+
+
-
1
0
1
Infectée
-
+
-
+
-
-
0
1
1
Non infectée
-
-
+
-
+
+
0
4
4
Non infectée
-
-
+
-
+
-
2
1
3
Non infectée
-
-
+
-
-
+
2
1
3
Non infectée
-
-
+
-
-
-
6
4
10
Non infectée
-
-
+
-
S.O.
+
1
0
1
Non infectée
-
-
+
-
S.O.
-
1
0
1
Non infectée
-
-
-
+
+
+
4
2
6
Non infectée
-
-
-
+
+
-
1
0
1
Non infectée
-
-
-
+
-
-
0
2
2
Non infectée
+
-
-
-
-
-
1
1
2
Non infectée
-
+
-
-
-
-
1
2
3
Non infectée
-
-
-
-
+
+
3
2
5
Non infectée
-
-
-
-
+
-
2
7
9
Non infectée
-
-
-
-
-
+
12
3
15
Non infectée
-
-
-
-
-
-
623
516
1139
Non infectée
-
-
-
-
-
S.O.
0
2
2
Non infectée
-
-
-
-
-
=
1
0
1
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
+
0
1
1
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
-
11
8
19
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
S.O.
1
0
1
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
=
0
1
1
Non infectée
-
-
-
-
=
+
0
1
1
Non infectée
-
S.O.
-
-
-
-
2
2
4
Non infectée
-
S.O.
-
-
S.O.
-
0
1
1
Non infectée
-
=
-
-
-
-
12
9
21
Non infectée
-
=
-
-
-
S.O.
0
1
1
Non infectée
=
-
-
-
-
-
1
1
2
Non infectée
-
-
-
S.O.
-
-
0
1
1
Non infectée
-
-
S.O.
-
-
-
5
4
9
Aptima Combo 2 Assay
58
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 7b : Échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à l’aide d’un écouvillon (suite)
État d’infection de la
patiente
TAAN 2
(Aptima Combo 2)
TAAN 1
Test Aptima
Combo 2
État des
symptômes
FS
FU
FS
FU
PVS
CVS
Sympt.
Asympt.
Non infectée
-
-
=
-
-
+
1
0
Non infectée
-
-
=
-
-
-
Total
Total
1
1
0
1
811
640
1451
FS = écouvillon endocervical féminin; FU = urine féminine; PVS = échantillon vaginal collecté par des patientes
asymptomatiques à l’aide d’un écouvillon; CVS = échantillon vaginal collecté par un clinicien à l’aide d’un écouvillon. « S.O. »
représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=) correspond à des résultats
équivoques ou indéterminés après une nouvelle analyse.
Tableau 7c : Résultats pour l’état d’infection des patientes par C. trachomatis provenant de
l’étude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Résultat pour échantillon
endocervical sur écouvillon
État d’infection de la patiente
État des symptômes
AC2
ACT
Sympt.
Asympt.
+
+
30
60
Non infectée
-
+
4
12
Non infectée
+
-
3
2
Non infectée
-
-
Infectée
Total
322
1214
359
1288
Analyse de C. trachomatis pour l’état d’infection de patients de sexe masculin
Tableau 8 : Analyse des échantillons urétraux sur écouvillon et d’urine pour déterminer
l’état d’infection par C. trachomatis des patients de sexe masculin
État d’infection de la
patiente
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Infectée
Non infectée
Non infectée
Non infectée
Non infectée
Non infectée
Non infectée
Total
TAAN 1
MU
S.O.
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
MS
+
+
S.O.
S.O.
S.O.
+
+
+
+
+
+
+
+
-
TAAN 2
MU
+
+
+
+
+
+
+
S.O.
S.O.
+
+
+
+
+
-
Test Aptima Combo 2
MU
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
S.O.
+
+
MS
+
+
S.O.
+
+
+
+
+
+
S.O.
+
S.O.
+
+
État des
symptômes
Sympt. Asympt.
2
0
10
4
4
6
2
0
21
1
3
3
4
3
1
0
8
2
12
4
1
0
1
3
1
0
1
1
131
53
0
2
13
8
461
303
10
5
3
4
5
0
694
402
MU = urine masculine; MS = écouvillon urétral masculin.
« S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test.
Aptima Combo 2 Assay
59
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableaux de performance pour Neisseria gonorrhoeae
Sensibilité et spécificité à N. gonorrhoeae
Tableau 9a : Échantillons du test Aptima Combo 2 comparés au statut des patients infectés
Échantillon
Écouvillon
Homme
Urine
Écouvillon
Femme
Urine
Écouvillon
Total
Urine
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
État des
N
TP
FP4
TN
FN
Sympt.
724
304
5a
412
3
Asympt.
378
15
12
b
351
0
100% (78,2 - 100)
Tous1
1103
319
17c
764
3
99,1% (97,3 - 99,8) 97,8% (96,5 - 98,7)
Sympt.
750
311
1d
433
5
98,4% (96,3 - 99,5)
99,8% (98,7 - 100)
Asympt.
383
13
2
e
368
0
100% (75,3 - 100)
99,5% (98,1 - 99,9)
Tous1
1134
324
3f
802
5
98,5% (96,5 - 99,5) 99,6% (98,9 - 99,9)
Sympt.
881
94
15g
772
0
100% (96,2 - 100)
Asympt.
596
31
2
562
1
96,9% (83,8 - 99,9)
99,6% (98,7 - 100)
Tous2
1479
126
17i
1335
1
99,2% (95,7 - 100)
98,7% (98,0 - 99,3)
Sympt.
883
87
7j
782
7
92,6% (85,3 - 97,0) 99,1% (98,2 - 99,6)
Asympt.
599
28
3
564
4
87,5% (71,0 - 96,5) 99,5% (98,5 - 99,9)
Tous2
1484
116
10l
1347
11
91,3% (85,0 - 95,6) 99,3% (98,6 - 99,6)
Sympt.
1605
398
20m
1184
3
99,3% (97,8 - 99,8) 98,3% (97,4 - 99,0)
Asympt.
974
46
14
913
1
97,9% (88,7 - 99,9) 98,5% (97,5 - 99,2)
Tous3
2582
445
34o
2099
4
99,1% (97,7 - 99,8) 98,4% (97,8 - 98,9)
Sympt.
1633
398
8p
1215
12
97,1% (94,9 - 98,5) 99,3% (98,7 - 99,7)
Asympt.
982
41
5
932
4
91,1% (78,8 - 97,5) 99,5% (98,8 - 99,8)
Tous3
2618
440
13r
2149
16
96,5% (94,4 - 98,0) 99,4% (99,0 - 99,7)
h
k
n
q
99,0% (97,2 - 99,8) 98,8 % (97,2 - 99,6)
96,7% (94,3 - 98,3)
98,1% (96,9 - 98,9)
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
Comprend 1 sujet masculin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
2
Comprend 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
3
Comprend 1 sujet masculin et 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
4
Les résultats du test TMA de remplacement pour GC représentent le nbre de résultats positifs/le nbre d’échantillons
testés : a : 5/5, b : 12/12, c : 17/17, d : 0/1, e : 2/2, f : 2/3, g : 13/15, h : 2/2, i : 15/17, j : 4/7, k : 0/2, l : 4/9, m : 18/20,
n : 14/14, o : 32/34, p : 4/8, q : 2/4, et r : 6/12.
1
Tableau 9b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test Aptima Combo 2 comparés à l’état d’infection
des patients
Échantillon
Collecté par
la patiente
Collecté par
un clinicien
Écouvillon
vaginal
Écouvillon
vaginal
État des
symptômes
N
TP
FP1
Asympt.
629
21
3a
605
0
100% (83,9 - 100) 99,5% (98,6 - 99,9)
Tous
1423
74
8
1341
0
100% (95,1 - 100) 99,4% (98,8 - 99,7)
Sympt.
807
51
7
b
747
2
96,2% (87,0 - 99,5) 99,1% (98,1 - 99,6)
Asympt.
637
21
4c
611
1
95,5% (77,2 - 99,9)
Tous
1444
72
11d
1358
3
96,0% (88,8 - 99,2) 99,2% (98,6 - 99,6)
TN
FN
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
99,3 % (98,3 99,8)
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
Les résultats du test TMA d’amplification de remplacement pour GC représentent le nbre de résultats positifs/le nbre
d’échantillons testés : a : 3/3, b : 6/7, c : 3/4, et d : 9/11.
1
Aptima Combo 2 Assay
60
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 9c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection
des patients
État des
symptômes
Résultats AC2/GC
PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
5
0
11
3
Asympt.
Sympt.
Tous
Négatif
1
0
5
1273
Total
6
0
6
1276
Positif
7
0
0
0
Négatif
0
0
0
352
Total
7
0
0
352
Positif
12
0
1
3
Négatif
1
0
5
1625
Total
13
0
6
1628
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
83,3% (35,9 - 99,6) 99,7% (99,2 - 99,9)
100% (59,0 - 100)
100% (99,0 - 100)
92,3% (64,0 - 99,8) 99,8% (99,4 - 99,9)
Un résultat discordant a été obtenu pour un échantillon : Un résultat discordant a été obtenu pour un échantillon : un
résultat équivoque pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 et un résultat positif
avec le test GC Aptima.
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical
sur écouvillon avec le test AGC.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical
sur écouvillon avec le test AGC.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical
sur écouvillon avec le test AGC.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical
sur écouvillon avec le test AGC.
1
Aptima Combo 2 Assay
61
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Performance pour Neisseria gonorrhoeae par site clinique
Tableau 10a : Échantillons du test Aptima Combo 2 comparés au statut des patients infectés
Échantillon
Écouvillon
Homme
Urine
Écouvillon
Site
N
TP
FP
TN
FN
Prév. (%)
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
VPP
(%)
VPN
(%)
1
159
56
1
101
1
35,8
98,2% (90,6 - 100)
99,0% (94,7 - 100)
98,2
99,0
2
97
13
0
84
0
13,4
100% (75,3 - 100)
100% (95,7 - 100)
100
100
3
264
71
6
187
0
26,9
100% (94,9 - 100)
96,9% (93,4 - 98,9)
92,2
100
4
53
20
0
33
0
37,7
100% (83,2 - 100)
100% (89,4 - 100)
100
100
5
139
12
0
127
0
8,6
100% (73,5 - 100)
100% (97,1 - 100)
100
100
6
336
94
10
231
1
28,3
98,9% (94,3 - 100)
95,9% (92,5 - 98,0)
90,4
99,6
100% (2,5 - 100)
7
55
53
0
1
1
98,2*
98,1% (90,1 - 100)
100
50,0
TOUS
1103
319
17
764
3
29,2
99,1% (97,3 - 99,8) 97,8% (96,5 - 98,7)
94,9
99,6
1
161
57
0
103
1
36,0
98,3% (90,8 - 100)
100% (96,5 - 100)
100
99,0
2
104
19
0
85
0
18,3
100% (82,4 - 100)
100% (95,8 - 100)
100
100
3
265
71
2
192
0
26,8
100% (94,9 - 100)
99,0% (96,3 - 99,9)
97,3
100
4
53
20
0
33
0
37,7
100% (83,2 - 100)
100% (89,4 - 100)
100
100
5
160
14
0
146
0
8,8
100% (76,8 - 100)
100% (97,5 - 100)
100
100
6
335
89
1
241
4
27,8
95,7% (89,4 - 98,8)
99,6% (97,7 - 100)
98,9
98,4
7
56
54
0
2
0
96,4*
100% (93,4 - 100)
100% (15,8 - 100)
100
100
TOUS
1134
324
3
802
5
29,0
98,5% (96,5 - 99,5) 99,6% (98,9 - 99,9)
99,1
99,4
1
196
30
2
164
0
15,3
100 % (88,4 - 100) 98,8 % (95,7 - 99,9)
93,8
100
2
83
9
1
72
1
12,0
90,0% (55,5 - 99,7)
98,6% (92,6 - 100)
90,0
98,6
3
191
31
2
158
0
16,2
100% (88,8 - 100)
98,8 % (95,6 - 99,8)
93,9
100
4
215
7
0
208
0
3,3
100% (59,0 - 100)
100% (98,2 - 100)
100
100
5
382
8
1
373
0
2,1
100% (63,1 - 100)
99,7% (98,5 - 100)
88,9
100
6
278
36
8
234
0
12,9
100% (90,3 - 100)
96,7% (93,6 - 98,6)
81,8
100
7
134
TOUS 1479
Femme
Urine
5
3
126
0
3,7
100% (47,8 - 100)
97,7% (93,4 - 99,5)
62,5
100
126
17
1335
1
8,6
99,2% (95,7 - 100)
98,7% (98,0 - 99,3)
88,1
99,9
1
196
24
2
164
6
15,3
80,0% (61,4 - 92,3) 98,8 % (95,7 - 99,9)
92,3
96,5
2
83
9
1
72
1
12,0
90,0% (55,5 - 99,7)
90,0
98,6
98,6% (92,6 - 100)
3
191
30
2
158
1
16,2
96,8% (83,3 - 99,9) 98,8 % (95,6 - 99,8)
93,8
99,4
4
215
5
2
206
2
3,3
71,4% (29,0 - 96,3) 99,0% (96,6 - 99,9)
71,4
99,0
5
383
8
0
375
0
2,1
100% (63,1 - 100)
100
100
6
282
35
2
244
1
12,8
97,2% (85,5 - 99,9) 99,2% (97,1 - 99,9)
94,6
99,6
7
134
5
1
128
0
3,7
100% (47,8 - 100)
99,2% (95,8 - 100)
83,3
100
116
10
1347
11
8,6
91,3% (85,0 - 95,6) 99,3% (98,6 - 99,6)
92,1
99,2
TOUS 1484
100% (99,0 - 100)
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
* Prévalence surestimée due au fait que la collecte initiale s’est limitée au dépistage des sujets symptomatiques.
Aptima Combo 2 Assay
62
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 10b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test Aptima Combo 2 comparés à l’état d’infection des
patients
Échantillon
Collecté
par la
patiente
Collecté
par un
clinicien
Écouvillon
vaginal
Écouvillon
vaginal
Site
N
TP
FP
TN
FN
Prév.
(%)
1
70
5
1
65
0
7,1
2
46
7
0
39
0
3
45
2
0
43
0
4
152
1
0
151
5
130
1
0
129
6
75
5
2
7
68
0
0
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
VPP
(%)
VPN
(%)
100% (47,8 - 100) 98,5 % (91,7 - 100)
83,3
100
15,2
100% (59,0 - 100)
100% (91,0 - 100)
100
100
4,4
100% (15,8 - 100)
100% (91,8 - 100)
100
100
0
0,7
100% (2,5 - 100)
100% (97,6 - 100)
100
100
0
0,8
100% (2,5 - 100)
100% (97,2 - 100)
100
100
68
0
6,7
100% (47,8 - 100) 97,1 % (90,1 - 99,7)
68
0
0,0
71,4
100
S.O.
100% (94,7 - 100)
S.O.
100
S.O.
8
43
0
0
43
0
0,0
100% (91,8 - 100)
S.O.
100
TOUS
629
21
3
605
0
3,3
100% (83,9 - 100) 99,5 % (98,6 - 99,9)
87,5
100
1
227
12
3
212
0
5,3
100% (73,5 - 100) 98,6% (96,0 - 99,7)
80,0
100
2
196
31
2
163
0
15,8
100% (88,8 - 100) 98,8% (95,7 - 99,9)
93,9
100
3
113
3
0
109
1
3,5
75,0% (19,4 - 99,4) 100% (96,7 - 100)
100
99,1
4
262
5
2
255
0
1,9
100% (47,8 - 100) 99,2% (97,2 - 99,9)
71,4
100
5
198
2
0
196
0
1,0
100% (15,8 - 100)
100% (98,1 - 100)
100
100
6
296
18
4
272
2
6,8
90,0% (68,3 - 98,8) 98,6% (96,3 - 99,6)
81,8
99,3
7
102
0
0
102
0
0,0
S.O.
100
8
50
TOUS 1444
1
0
49
0
2,0
72
11
1358
3
5,2
S.O.
100% (96,4 - 100)
100% (2,5 - 100)
100% (92,7 - 100)
100
100
96,0% (88,8 - 99,2) 99,2% (98,6 - 99,6)
86,7
99,8
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
Aptima Combo 2 Assay
63
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 10c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test Aptima Combo 2 à l’état d’infection
des patients
Site
1
2
3
4
5
6
Tous
Résultats AC2/GC
PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
5
0
0
0
Négatif
0
0
0
95
Total
5
0
0
95
Positif
1
0
0
0
Négatif
0
0
0
123
Total
1
0
0
123
Positif
4
0
0
0
Négatif
1
0
0
470
Total
5
0
0
470
Positif
1
0
0
0
Négatif
0
0
3
283
Total
1
0
3
283
Positif
0
0
0
3
Négatif
0
0
0
294
Total
0
0
0
297
Positif
1
0
11
0
Négatif
0
0
2
360
Total
1
0
3
360
Positif
12
0
1
3
Négatif
1
0
5
1625
Total
13
0
6
1628
Prév.
(%)
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
VPP
(%)
VPN
(%)
5,0
100% (47,8 - 100)
100% (96,2 - 100)
100
100
0,8
100% (2,5 - 100)
100% (97,0 - 100)
100
100
80,0% (28,4 - 99,5) 100% (99,2 - 100)
100
99,8
1,1
0,3
100% (2,5 - 100)
100% (98,7 - 100)
100
100
0,0
S.O.
99,0% (97,1 - 99,8)
0,0
100
0,3
100% (2,5 - 100)
99,7% (98,5 - 100)
50,0
100
92,3% (64,0 - 99,8) 99,8% (99,4 - 99,9) 75,0
99,9
0,8
Un résultat discordant a été obtenu pour un échantillon : Un résultat discordant a été obtenu pour un échantillon : un
résultat équivoque pour l’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 et un résultat positif avec
le test GC Aptima.
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical
sur écouvillon avec le test AGC.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical
sur écouvillon avec le test AGC.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat positif d’échantillon endocervical
sur écouvillon avec le test AGC.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2/Résultat négatif d’échantillon endocervical
sur écouvillon avec le test AGC.
1
Aptima Combo 2 Assay
64
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Analyse de Neisseria gonorrhoeae pour l’état d’infection de patientes
Tableau 11a : Écouvillon endocervical et échantillon d’urine
État d’infection de la
patiente
TAAN
Culture
Test Aptima
Combo 2
État des
symptômes
FU
FS
FS
FU
FS
Sympt.
Asympt.
Infectée
S.O.
+
+
+
+
1
1
Infectée
-
-
+
-
-
0
1
Infectée
-
+
+
-
+
5
2
Infectée
-
+
+
+
+
9
2
Infectée
+
S.O.
+
+
+
1
0
Infectée
+
-
+
+
+
3
1
Infectée
+
+
S.O.
+
+
0
1
Infectée
+
+
-
+
+
11
2
Infectée
+
+
+
-
+
2
1
Infectée
+
+
+
+
+
62
21
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
2
3
Non infectée
-
-
-
-
-
768
559
Non infectée
-
-
-
-
+
12
2
Non infectée
-
-
-
+
-
4
3
Non infectée
-
-
-
+
+
3
0
883
599
Total
FU = urine féminine; FS = écouvillon endocervical féminin.
« S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test.
Aptima Combo 2 Assay
65
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 11b : Analyse des échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à
l’aide d’un écouvillon
État d’infection de la
patiente
TAAN 1
FS
Test Aptima
Combo 2
TAAN 2
FU
FS
FU
PVS
CVS
État des
symptômes
Total
Sympt. Asympt.
Infectée
+
+
+
+
+
+
44
15
59
Infectée
+
+
+
+
+
-
1
0
1
Infectée
+
+
+
+
S.O.
+
0
1
1
Infectée
+
-
+
+
+
+
2
2
4
Infectée
+
S.O.
+
+
+
+
1
0
1
Infectée
-
+
+
+
+
+
1
1
2
Infectée
-
-
+
+
+
+
1
1
2
Infectée
+
+
+
-
+
+
1
0
1
Infectée
+
-
+
-
+
+
1
1
2
Infectée
+
-
+
-
+
-
1
0
1
Infectée
+
+
-
+
+
+
1
0
1
Infectée
-
+
-
+
+
+
0
1
1
Infectée
-
+
-
+
+
-
0
1
1
Infectée
+
+
-
-
-
+
1
0
1
Non infectée
-
-
+
-
-
-
5
1
6
Non infectée
-
-
-
+
-
-
1
0
1
Non infectée
+
-
-
-
+
+
1
0
1
Non infectée
+
-
-
-
-
-
5
2
7
Non infectée
-
+
-
-
+
+
0
1
1
Non infectée
-
+
-
-
-
-
2
1
3
Non infectée
-
-
-
-
+
+
2
0
2
Non infectée
-
-
-
-
+
-
1
1
2
Non infectée
-
-
-
-
-
+
2
2
4
Non infectée
-
-
-
-
-
-
698
577
1275
Non infectée
-
-
-
-
-
S.O.
0
2
2
Non infectée
-
-
-
-
-
=
2
0
2
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
-
15
9
24
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
S.O.
1
0
1
Non infectée
-
S.O.
-
-
-
-
2
2
4
Non infectée
-
S.O.
-
-
S.O.
-
0
1
1
Non infectée
-
=
-
-
-
-
11
10
21
Non infectée
-
=
-
-
-
S.O.
0
1
1
Non infectée
=
-
-
-
-
-
1
1
2
Non infectée
-
-
-
S.O.
-
-
0
1
1
Non infectée
-
-
S.O.
-
-
-
5
4
9
Non infectée
-
-
=
-
-
-
1
1
2
810
640
1450
Total
FS = écouvillon endocervical féminin; FU = urine féminine; PVS = échantillon vaginal collecté par des patientes
asymptomatiques à l’aide d’un écouvillon; CVS = échantillon vaginal collecté par un clinicien à l’aide d’un
écouvillon; « S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=)
correspond à des résultats équivoques ou indéterminés après une nouvelle analyse.
Aptima Combo 2 Assay
66
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Analyse de N. gonorrhoeae pour l’état d’infection de patientes
Tableau 11c : Résultats pour l’état d’infection des patients par N. gonorrhoeae
provenant de l’étude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Résultat pour échantillon
endocervical sur écouvillon
État d’infection de la
patiente
État des symptômes
AC2
AGC
Sympt.
Asympt.
Infectée
+
+
7
6
Non infectée
=
+
0
1
Non infectée
-
+
0
5
Non infectée
-
-
352
1276
359
1288
Total
Analyse de N.gonorrhoeae pour l’état d’infection de patients de sexe masculin
Tableau 12 : Écouvillon urétral et échantillon d’urine
État d’infection de la
patiente
TAAN 1
Culture
Test Aptima Combo 2
État des
symptômes
MU
MS
MS
MU
MS
Sympt.
Asympt.
Infectée
S.O.
+
+
+
+
1
0
Infectée
-
S.O.
+
S.O.
+
0
1
Infectée
-
S.O.
+
+
+
1
0
Infectée
-
-
+
-
-
1
0
Infectée
-
+
+
+
+
4
1
Infectée
+
S.O.
+
S.O.
+
0
1
Infectée
+
S.O.
+
+
S.O.
8
0
Infectée
+
S.O.
+
+
-
1
0
Infectée
+
S.O.
+
+
+
50
1
Infectée
+
-
+
+
+
4
1
Infectée
+
+
S.O.
+
+
1
0
Infectée
+
+
-
+
+
11
1
Infectée
+
+
+
-
-
1
0
Infectée
+
+
+
-
+
3
0
Infectée
+
+
+
+
S.O.
1
0
Infectée
+
+
+
+
+
229
9
Non infectée
-
-
-
S.O.
-
0
1
Non infectée
-
-
-
S.O.
+
0
1
Non infectée
-
-
-
-
S.O.
17
9
Non infectée
-
-
-
-
-
411
349
Non infectée
-
-
-
-
+
5
10
Non infectée
-
-
-
+
-
1
1
Non infectée
-
-
-
+
+
0
1
750
387
Total
MU = urine masculine; MS = écouvillon urétral masculin; S.O. = échantillon non obtenu ou non
disponible pour un test.
Aptima Combo 2 Assay
67
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Distribution des RLU des témoins Aptima
La distribution des RLU pour le contrôle positif, GC/contrôle négatif, CT Aptima et le contrôle
positif, CT/contrôle négatif, GC Aptima pour toutes les séries de test Aptima Combo 2
effectuées lors des études d’échantillons cliniques est présentée ci-dessous dans le Tableau 13.
Tableau 13 : Distribution du total de RLU des contrôles de test Aptima Combo 2
Total de RLU (x1 000)
Témoin
Statistiques
Étude clinique des
échantillons
endocervicaux et
urétraux masculins sur
écouvillon et d’urine
Maximum
1572
1996
1747
75 centile
1160
1279
1264
Médiane
1063
1135
1165
25 centile
996
933
1024
Minimum
274
174
494
Maximum
1359
1420
1438
75e centile
1202
1255
1288
Médiane
1093
1169
1201
25 centile
989
1084
1099
Minimum
167
249
166
e
Témoin positif CT/témoin négatif GC
e
Témoin positif GC/témoin négatif CT
Étude clinique des Étude clinique des
échantillons
échantillons de
vaginaux sur
frottis en milieu
écouvillon
liquide PreservCyt
e
Étude de la précision
Des tests de précision ont été effectués dans trois sites pour obtenir les mesures de
répétabilité et de reproductibilité. Des études de précision ont été effectuées dans le cadre
de l’étude clinique sur les échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins sur
écouvillon et d’urine ainsi que dans celle portant sur les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt. Lors de l’étude précédente, chaque site avait reçu trois panels identiques
de 13 échantillons contenant entre 0 et 500 fg d’ARNr de CT, de 0 à 25 000 fg d’ARNr de
GC ARNr, ou des combinaisons d’ARNr de CT et de GC. Les tests ont été effectués pendant
trois jours en utilisant un lot de kit différent chaque jour. Les statistiques descriptives de
l’ensemble des RLU, de l’intra-série, d’une série à l’autre et d’un site à l’autre sont résumées
au Tableau 14a.
Pour l’étude de précision suivante, la reproductibilité a été établie avec un panel de
12 membres généré en enrichissant la solution PreservCyt de 0 à 2 000 fg/test de CT et de
0 à 5 000 fg/test d’ARNr de GC, et en aliquotant 1,0 mL dans le tube de prélèvement Aptima
Specimen Transfer Kit. Deux (2) utilisateurs dans chacun des trois sites ont effectué une
série par jour pendant trois jours, soit un total de trois séries valides par utilisateur. Les tests
ont été effectués en utilisant un lot de kit de test. Les résultats de cette étude de précision
sont résumés dans le Tableau 14b.
Dans les deux études, la reproductibilité a été établie en enrichissant le milieu de transport
(STM, solution PreservCyt) avec ARNr. La reproductibilité lors des tests d’échantillons
collectés à l’aide d’un écouvillon, d’urine, ou de frottis en milieu liquide PreservCyt contenant
l’organisme cible n’a pas été déterminée.
Aptima Combo 2 Assay
68
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
DTS Systems Performance clinique
Tableau 14a : Milieu de transport des écouvillons
N
RLU
moyenne
(x 1 000)
SD (RLU)
CV (%)
SD (RLU)
CV (%)
SD (RLU)
CV (%)
Écouvillon
CT
54
1 055
76 588
7,3
83 711
7,9
150 332
14,2
Double
écouvillon*
54
2 338
93 449
4,0
90 317
3,9
142 898
6,1
Double urine*
54
2 281
91 487
4,0
106 715
4,7
152 747
6,7
Écouvillon GC
54
1 265
30 561
2,4
55 642
4,4
34 413
2,7
Écouvillon CT
54
1 001
69 831
7,0
77 701
7,8
159 774
16,0
Double
écouvillon*
54
2 241
152 377
6,8
58 353
2,6
139 983
6,2
Écouvillon GC
54
1 249
35 142
2,8
60 638
4,9
46 364
3,7
Écouvillon CT
54
1 013
61 795
6,1
90 906
9,0
131 207
13,0
Double
écouvillon*
54
2 085
286 034
13,7
161 764
7,8
58 837
2,8
Membre du panel
Élevé
Moy.
Faible
Négatif
Intra-série
D’une série à l’autre
D’un site à l’autre
Double urine*
54
2 201
95 705
4,3
118 760
5,4
106 802
4,9
Écouvillon GC
54
1 177
42 478
3,6
69 821
5,9
29 836
2,5
Écouvillon
54
7
1 301
18,3
2 311
32,5
1 901
26,8
Urine
54
7
861
12,0
2 299
32,1
1 994
27,9
* Les membres du panel doublement positifs contenaient de l’ARNr de CT et de GC.
Tableau 14b : Solution PreservCyt
Concentration
(fg/test)
CT
N
GC
RLU
Concordan
moyenne
ce
(x 1 000)
D’une série à
l’autre
Intra-série
ET
(x 1 000)
CV
(%)
D’un site à l’autre
D’un utilisateur à
l’autre
ET
(x 1 000)
CV
(%)
ET
(x 1 000)
CV
(%)
ET
(x 1 000)
CV
(%)
0
0
162
97,5 %
9,7
31,6
S.O.
3,4
S.O.
6,4
S.O.
4,7
S.O.
0
5 000
54
96,3%
1296
146
11,3
54,8
4,2
0,0
0,0
0,0
0,0
2 000
0
54
100%
1140
54,1
4,7
79,8
7,0
101
8,9
2,4
0,2
2 000
5 000
54
100%
2345
79,6
3,4
78,0
3,3
94,7
4,0
37,9
1,6
0
250
54
100%
953
114
12,0
0,0
0,0
161
16,9
90,7
9,5
8,8
5
0
54
100%
971
58,3
6,0
71,7
7,4
22,8
2,4
85,0
1 000
2 500
54
100%
2294
114
5,0
88,9
3,9
153
6,7
0,0
0,0
100
250
54
98,1%
1911
139
7,3
130
6,8
348
18,2
39,7
2,1
5
5 000
54
100%
2136
113
5,3
130
6,1
98,8
4,6
166
7,8
2 000
250
54
96,3%
2044
138
6,7
169
8,3
360
17,6
26,9
1,3
RLU - unité relative de lumière; SD = écart type; CV = coefficient de variation; S.O. représente un échantillon non obtenu ou
non disponible pour les membres de panel négatifs.
Les échantillons offrant des résultats discordants ou équivoques ont été inclus dans l’analyse de variabilité du signal.
Pour les valeurs CV et SD équivalant à 0,0, la variabilité due à cette source est très faible comparativement aux autres sources
de variation.
Aptima Combo 2 Assay
69
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique des DTS Systems
Performance analytique des DTS Systems
Voir Performance analytique du Tigris DTS System après le chapitre Concordance des
échantillons cliniques pour le Tigris DTS System pour connaître le rendement analytique
spécifique au Tigris DTS System.
Consulter Performance analytique du Panther System pour connaître le rendement analytique
spécifique au Panther System.
Sensibilité analytique
La sensibilité analytique (seuils de détection) à Chlamydia trachomatis a été déterminée en
comparant directement les dilutions des organismes CT dans la culture cellulaire et avec le
test. La sensibilité analytique revendiquée pour le test est d’une IFU (unité de formation des
inclusions) par test (7,25 IFU/écouvillon, 5,0 IFU/mL d’urine et 9,75 IFU/mL d’échantillon de
frottis en milieu liquide PreservCyt) pour l’ensemble des 15 sérotypes CT (A, B, Ba, C, D, E,
F, G, H, I, J, K, L1, L2 et L3). Toutefois, les dilutions inférieures à 1,0 IFU/test de l’ensemble
des sérotypes ont donné des résultats positifs avec le test Aptima Combo 2.
La sensibilité analytique à Neisseria gonorrhoeae a été déterminée en comparant directement
les dilutions de 57 isolats cliniques différents dans la culture cellulaire et avec le test Aptima
Combo 2 pour des échantillons sur écouvillon et d’urine et pour 20 isolats cliniques avec des
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. La sensibilité analytique revendiquée pour
le test est de 50 cellules/test (362 cellules/écouvillon, 250 cellules/mL d’urine et 488 cellules/
mL d’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt). Toutefois, toutes les souches ont
donné des résultats positifs avec moins de 50 cellules/test.
Spécificité analytique
Au total, 198 organismes ont été évalués à l’aide du test Aptima Combo 2 dans le cadre
de deux études. Une étude initiale incluait 154 isolats de culture qui comprenaient
86 organismes pouvant être isolés du tractus urogénital et 68 organismes supplémentaires
représentant un échantillon phylogénétique d’organismes représentatif. Une autre étude
menée sur des échantillons extragénitaux incluait 44 microbes potentiellement présents dans
les écouvillons extragénitaux. Les organismes testés comprenaient des bactéries, des
champignons, des levures, des parasites et des virus.
Lors de l’étude initiale, tous les organismes, à l’exception de C. psittaci, C. pneumoniae et
des virus, ont été testés à 1,0 x 106 cellules/test à la fois dans le milieu de transport de
l’écouvillon et dans celui de l’urine. Les organismes Chlamydia et Neisseria ont été testés
dans le milieu PreservCyt. C. psittaci et C. pneumoniae ont été testés à 1,0 x 105 IFU/test.
Les virus ont été analysés de la manière suivante : (a) virus herpès simplex I et II :
2,5 x 104 TCID50/test, (b) papillomavirus humain 16 : 2,9 x 106 copies de ADN/test et (c)
cytomégalovirus : 4,8 x 105 cellules cultivées infectées/test.
Lors de la seconde étude, tous les organismes ont été testés dans les STM. Tous les isolats
non viraux ont été testés à 1,0 x 106 CFU/mL, à l’exception de Bacteriodes oralis,
Fusobacterium necrophorum et Peptostreptococcus micros qui ont été testés à 1,0 x 106 copies
de RNA/mL. Les virus ont été testés à 1,0 x 105 TCID50/mL à l’exception du groupe II de
norovirus : 1,0 x 106 TCID50/mL, de l’entérovirus de type 68 : 1,0 x 104 TCID50/mL et des
virus grippaux qui ont été testés à 2,0 x 103 TCID50/mL. Seuls les échantillons CT et GC ont
donné des résultats positifs avec le test Aptima Combo 2. La liste des organismes testés
dans la première étude est indiquée au Tableau 15 et celle des organismes testés dans la
seconde étude est indiquée au Tableau 16.
Aptima Combo 2 Assay
70
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique des DTS Systems
Tableau 15 : Spécificité analytique
Organisme
Achromobacter xerosis
Acinetobacter calcoaceticus
Acinetobacter Iwoffii
Actinomyces israelii
Actinomyces pyogenes
Aerococcus viridans
Aeromonas hydrophila
Agrobacterium radiobacter
Alcaligenes faecalis
Bacillus subtilis
Bacteriodes fragilis
Bacteriodes ureolyticus
Bifidobacterium adolescentis
Bifidobacterium brevi
Branhamella catarrhalis
Brevibacterium linens
Campylobacter jejuni
Candida albicans
Candida glabrata
Candida parapsilosis
Candida tropicalis
Chlamydia pneumoniae
Chlamydia psittaci (2)
Chromobacterium violaceum
Citrobacter freundii
Clostridium perfringens
Corynebacterium genitalium
Corynebacterium xerosis
Cryptococcus neoformans
Cytomégalovirus
Deinococcus radiodurans
Derxia gummosa
Eikenella corrodens
Enterobacter aerogenes
Enterobacter cloacae
Entercoccus avium
Entercoccus faecalis
Entercoccus faecium
Erwinia herbicola
Erysipelothrix rhusiopathiae
Organisme
Escherichia coli
Flavobacterium meningosepticum
Fusobacterium nucleatum
Gardnerella vaginalis
Gemella haemolysans
Haemophilus ducreyi
Haemophilus influenzae
Herpes simplex virus I
Herpes simplex virus II
Papillomavirus humain 16
Kingella dentrificans
Kingella kingae
Klebsiella oxytoca
Klebsiella pneumoniae
Lactobacillus acidophilus
Lactobacillus brevis
Lactobacillus jensonii
Lactobacillus lactis
Legionella pneumophila (2)
Leuconostoc paramensenteroides
Listeria monocytogenes
Micrococcus luteus
Moraxella lacunata
Moraxella osloensis
Morganella morganii
Mycobacterium smegmatis
Mycoplasma genitalium
Mycoplasma hominis
N. meningitidis Serogroup A
N. meningitidis Serogroup B
N. meningitidis Serogroup C (4)
N. meningitidis Serogroup D
N. meningitidis Serogroup Y
N. meningitidis Serogroup W135
Neisseria cinerea (4)
Neisseria dentrificans
Neisseria elongata (3)
Neisseria flava
Neisseria flavescens (2)
Neisseria lactamica (9)
Organisme
Neisseria mucosa (3)
Neisseria sicca (3)
Neisseria subflava (14)
Neisseria perflava
Neisseria polysaccharea
Paracoccus denitrificans
Peptostreptococcus anaerobius
Peptostreptococcus productus
Plesiomonas shigelloides
Propionibacterium acnes
Proteus mirabilis
Proteus vulgaris
Providencia stuartii
Pseudomonas aeruginosa
Pseudomonas fluorescens
Pseudomonas putida
Rahnella aquatilis
Rhodospirillum rubrum
Saccharomyces cerevisiae
Salmonella minnesota
Salmonella typhimurium
Serratia marcescens
Staphylococcus saprophyticus
Staphylococcus aureus
Staphylococcus epidermidis
Streptococcus agalactiae
Streptococcus bovis
Streptococcus mitis
Streptococcus mutans
Streptococcus pneumoniae
Streptococcus pyogenes
Streptococcus salivarius
Streptococcus sanguis
Streptomyces griseinus
Trichomonas vaginalis
Ureaplasma urealyticum
Vibrio parahaemolyticus
Yersinia enterocolitica
« (n) » représente le nombre de souches testées.
Tous les organismes testés ont produit un résultat négatif dans le test Aptima Combo 2 basé sur le type de profil cinétique
et les RLU.
Tableau 16 : Micro-organismes ayant une réactivité croisée dans les échantillons pharyngés et rectaux
Organisme
Organisme
Organisme
Adénovirus
Anaercoccus spp.
Arcanobacterium haemolyticum
Bacteroides oralis
Bordetella parapertussis
Eggerthella lenta
Entamoeba histolytica
Entérovirus
Virus Epstein-Barr
Fusobacterium necrophorum
Métapneumovirus
Moraxella catarrhalis
Mycoplasma pneumoniae
Norovirus
Peptostreptococcus micros
Aptima Combo 2 Assay
71
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique des DTS Systems
Tableau 16 : Micro-organismes ayant une réactivité croisée dans les échantillons pharyngés et rectaux (suite)
Organisme
Organisme
Organisme
Bordetella pertussis
Burkholderia cepacia
Campylobacter rectus
Citrobacter koseri
Clostridium difficile
Coronavirus
Corynebacterium diphtheriae
Corynebacterium pseudodiphtheriticum
Virus Coxsackie
Échovirus
Giardia lamblia
Haemophilus parahaemolyticus
Haemophilus parainfluenzae
Helicobacter pylori
Virus de l’hépatite B
Virus de l’hépatite C
Virus de la grippe humaine A
Virus de la grippe humaine B
Legionella jordanis
Legionella micdadei
Prevotella spp.
Virus respiratoire syncytial
Rhinovirus
Shigella dysenteriae
Shigella flexneri
Shigella sonnei
Stenotrophomonas maltophilia
Streptococcus anginosus group
Veillonella parvula
Substances interférentes
Les substances interférentes suivantes ont été ensemencées individuellement dans des
échantillons collectés à l’aide d’un écouvillon et des échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt : sang 10 %, gel contraceptif, spermicide, hydratant, anesthésiant hémorroïdal,
huile corporelle, poudre, crème anti-fongique, lubrifiants vaginaux, vaporisateur intime et
leucocytes (1,0 x 106 cellules/mL). Les substances interférentes suivantes ont été
ensemencées individuellement dans des échantillons d’urine : sang 30 %, analytes d’urine,
protéines, glucose, cétones, bilirubine, nitrates, urobilinogène, pH 4 (acide), pH 9 (alcalin),
leucocytes (1,0 x 106 cellules/mL), débris cellulaires, vitamines, minéraux, acétaminophène,
aspirine et ibuprofène. Toutes ces substances ont été testées pour une interférence
éventuelle au test en l’absence et en présence de CT et GC pour une concentration d’ARNr
estimée équivalente à 1,0 IFU de CT/test (5 fg/test) et 50 cellules de GC/test (250 fg/test).
Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le
ratio estimé ADN:RNA/cellule de chaque organisme.
Aucune interférence n’a été relevée avec l’ensemble des substances testées. Aucun
inhibiteur d’amplification n’a été observé avec le test Aptima Combo 2.
Récupération
Escherichia coli et Gardnerella vaginalis (2,4 x 105 cellules/test) et Lactobacillus acidophilus,
Gardnerella vaginalis, Bacteroides ureolyticus et Staphylococcus epidermis
(1,0 x 108 cellules/test) ont été ajoutés aux échantillons contenant une concentration d’ARNr
équivalente à environ 1,0 IFU de CT (5 fg) et 50 cellules de GC (250 fg). Ces ajouts n’ont
pas interféré avec l’amplification ou la détection de l’ARNr de CT ou de GC en utilisant le
test Aptima Combo 2.
Études de la stabilité des échantillons
A. Échantillons endocervicaux sur écouvillon
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons endocervicaux sur écouvillon ont été générées
avec des échantillons sur écouvillon négatifs groupés. Cinq échantillons groupés ont
été ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 10 IFU
et 100 CFU par réaction. Les échantillons enrichis ont été conservés entre 4 °C et 30 °C.
Les échantillons ont été testés en double aux jours 0, 20, 35, 60 et 90. Toutes les
conditions de test étaient positives à la fois pour CT et pour GC pour toutes les durées et
toutes les températures.
Aptima Combo 2 Assay
72
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique des DTS Systems
B. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été
générées à partir d’échantillons négatifs groupés de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Quatre échantillons groupés ont été ensemencés avec CT et GC à des concentrations
finales respectives de 10 IFU et 100 CFU par réaction. Les échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt ont été placés à 30 °C pendant 7 jours, puis 1,0 mL de
l’échantillon a été ajouté à un tube de transfert Aptima. Les échantillons ensemencés ont
été maintenus à 4 °C, à 10 °C et à 30 °C. Les échantillons conservés à 4 °C et à 10 °C
ont été testés en double aux jours 0, 6, 13, 26, 30 et 36. Les échantillons conservés à
30 °C ont été testés en double aux jours 0, 5, 8, 14 et 17. Toutes les conditions de test
étaient positives à la fois pour CT et pour GC pour toutes les durées et toutes les
températures.
C. Échantillons vaginaux sur écouvillon
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons sur écouvillon vaginaux ont été générées avec des
échantillons sur écouvillon négatifs groupés. Quinze pools d’échantillons vaginaux ont été
ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 1,0 IFU et
50 CFU par réaction. Les échantillons enrichis ont été conservés entre 4 °C et 30 °C. Les
échantillons ont été testés en utilisant une aliquote aux jours 0, 20, 36, 72 et 114. Toutes
les conditions de test étaient positives à la fois pour CT et pour GC pour toutes les
durées et toutes les températures.
D. Échantillons d’urine
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons d’urine ont été générées avec 10 échantillons d’urine
féminins et 10 échantillons d’urine masculins négatifs. Les échantillons d’urine ont été
ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 10 IFU et
100 CFU par réaction. Les deux jeux d’échantillons d’urine ensemencés ont été maintenus
à 4 °C et 30 °C pendant 24 heures avant d’être ajoutés au milieu de transport d’urine
(UTM). Ensuite, les deux séries d’échantillons dans l’UTM ont été maintenues entre 4 °C
et 30 °C et testées en triple aux jours 1, 5, 20 et 35. Tous les échantillons étaient positifs
pour CT et GC au jour 32.
E. Étude de la stabilité des échantillons congelés
Les conditions de conservation congelée recommandées pour les échantillons
endocervicaux sur écouvillon, urétraux sur écouvillon et vaginaux sur écouvillon, d’urine
féminins et masculins et de frottis en milieu liquide PreservCyt dans le milieu de transport
sont une température comprise entre -20 °C et -70 °C jusqu’à 12 mois maximum après la
collecte. Les données de validation ont été obtenues à l’aide de 90 échantillons pour
chaque type d'échantillon ayant produit un résultat négatif. Parmi ces échantillons, 30 ont
été enrichis avec CT et GC à un taux de 1,0 IFU et 50 CFU par réaction, respectivement,
30 ont été enrichis avec CT et GC à un taux de 0,1 IFU et 5 CFU par réaction,
respectivement, et 30 n’ont pas été enrichis. Les échantillons dans le milieu de transport
ont été congelés dans les sept jours suivant la collecte et testés aux jours 200 et 400. Les
échantillons ont satisfait les critères d’acceptation, à savoir une concordance supérieure à
95 % avec les résultats attendus.
Aptima Combo 2 Assay
73
502487FC Rev. 004
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Aptima Combo 2
™
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Concordance avec le Tigris DTS System
La concordance entre les résultats du test Aptima Combo 2 générés par le Tigris DTS
System entièrement automatique et les DTS Systems semi-automatiques a été évalué en
testant les échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins sur écouvillon,
d’urine masculins et féminins, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide
PreservCyt. Chacun des échantillons cliniques a été testé individuellement avec le test
Aptima Combo 2 sur le Tigris DTS System et les DTS Systems chez Hologic.
Étude de la concordance des échantillons cliniques — Échantillons endocervicaux et
urétraux masculins sur écouvillon, échantillons d’urine masculins et féminins
Des sujets masculins et féminins se rendant dans des cliniques pour ITS, des centres de
soins d’urgence, des dispensaires, et des centres de planification familiale ont été inscrits
dans sept sites cliniques géographiquement répartis avec des taux de prévalence variant de
faible à élevé pour CT et GC. L’étude de la concordance des échantillons cliniques a évalué
la concordance des deux systèmes en utilisant des échantillons sur écouvillon et d’urine de
485 sujets masculins et 576 sujets féminins. Sur les 1 991 échantillons testés, un faible
pourcentage a donné initialement des résultats invalides ou équivoques pour CT ou GC sur
le Tigris DTS System (20, 1,0 %) et sur les DTS Systems (14, 0,7 %). Lors de la répétition
des tests, deux (2) échantillons cliniques ont donné des résultats GC équivoques sur le Tigris
DTS System et n’ont pas été inclus dans les calculs d’équivalence. Le pourcentage de
concordance globale ainsi que les pourcentages de concordances positifs et négatifs ont été
calculés. Les échantillons donnant des résultats discordants entre les DTS Systems et le
Tigris DTS System ont été testés avec les tests d’amplification de la TMA de remplacement
pour CT et GC, qui sont des tests d’amplification de l’acide nucléique (TAAN) ciblant des
séquences d’ARNr de CT ou de GC différentes de celles ciblées avec le test Aptima Combo 2.
La répétition du test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems a été également effectuée sur des
échantillons donnant des résultats discordants sur le Tigris DTS System et les DTS Systems.
Les Tableaux 17 et 18 donnent les concordances en pourcentage de l’ensemble pour tous
les résultats de test mis en correspondance obtenus respectivement sur le Tigris DTS
System et les DTS Systems pour les échantillons sur écouvillon et d’urine. La concordance
globale était de 98,3 % pour les échantillons sur écouvillon et de 99,2 % pour les
échantillons d’urine. Consulter les Tableaux 5a et 9a pour les estimations de la performance
du test Aptima Combo 2 avec des échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux
masculins sur écouvillon, ainsi que les échantillons d’urine féminins et masculins testés sur
les DTS Systems. Les estimations de la performance clinique du Tigris DTS System avec
des échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins sur écouvillon ainsi que
des échantillons d’urine masculins et féminins devraient être similaires compte tenu de la
concordance des résultats.
Aptima Combo 2 Assay
74
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Étude de la concordance des échantillons cliniques – échantillons vaginaux sur
écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt
Des sujets féminins se rendant dans des centres pour ITS, des dispensaires, et des
cliniques d’obstétrique/gynécologie ont fourni des échantillons vaginaux sur écouvillon et des
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. Les échantillons vaginaux sur écouvillon
ont été transférés directement chez Hologic pour être testés alors que les échantillons de
frottis en milieu liquide PreservCyt ont été traités dans 2 laboratoires de cytopathologie avant
leur transfert. Chez Hologic, les échantillons vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu
liquide PreservCyt ont d’abord été analysés avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS
Systems. Les échantillons ayant des résultats définitifs invalides ou équivoques sur les DTS
Systems n’ont pas été retenus pour des tests supplémentaires sur le Tigris DTS System. Les
échantillons positifs avec le test Aptima Combo 2 et un sous-ensemble d’échantillons
négatifs avec le test Aptima Combo 2 ont été sélectionnés pour des tests comparatifs sur le
Tigris DTS System. Cent soixante-dix (170) échantillons vaginaux sur écouvillon et 170
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt provenant de 181 sujets féminins ont été
testés sur les deux systèmes. La majorité des échantillons (110 échantillons vaginaux sur
écouvillon et 107 échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt) sélectionnés pour des
tests comparatifs provenaient de femmes symptomatiques. Dix-sept (17) listes de travail ont
été amorcées : 13 (76,5 %) étaient valides et 4 (23,5 %) ont été invalidées en raison d’un
bruit de fond élevé détecté au luminomètre de l’appareil. L’appareil présentait des raccords
Detect 1 et 2 lâches qui ont pu laisser l’air pénétrer dans les tubulures ou des quantités
incorrectes de réactifs de détection s’injecter. Ces listes de travail se sont avérées valides
lorsque le test a été répété. Sur les 340 échantillons testés, aucun n’a donné de résultats de
test invalides ou équivoques sur le Tigris DTS System.
Tableaux 19 et20 donnent le pourcentage de concordance globale concernant la détection de
CT et de GC pour tous les résultats de test mis en correspondance obtenus sur le Tigris
DTS System et les DTS Systems pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. Les concordances globales étaient de
98,2 % pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et de 98,2 % pour les échantillons de
frottis en milieu liquide PreservCyt. Consulter les Tableaux 5b,5c, 9b, et 9c pour les
estimations de la performance du test Aptima Combo 2 pour les échantillons vaginaux sur
écouvillon et les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt testés sur les DTS
Systems. Les estimations de la performance clinique pour le Tigris DTS System avec des
échantillons vaginaux sur écouvillon et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
devraient normalement être similaires compte tenu des résultats de la concordance.
Étude de la concordance du panel clinique CT/GC — échantillons endocervicaux et
urétraux masculins sur écouvillon, échantillons d’urine masculins et féminins
L’étude de concordance du panel clinique CT/GC a évalué l’équivalence entre les deux
systèmes en utilisant 13 panels cliniques CT/GC préparés par Hologic et contenant
de 0 à 2 500 unités de formation des inclusions (IFU)/mL de CT et/ou de 0 à 125 000 unités
formatrices de colonie (CFU)/mL de GC. Les panels cliniques CT/GC ont été créés à partir
d’échantillons sur écouvillon et d’urine collectés auprès de 222 sujets masculins et de
117 sujets féminins qui avaient été jugés non infectés en se basant sur les résultats du test
Aptima Combo 2 pour les échantillons sur écouvillon et d’urine négatifs avec les DTS
Systems. Chacun des 13 panels CT/GC se composait de 5 réplicats de chaque type
d’échantillon (écouvillon endocervical, écouvillon urétral masculin, échantillon d’urine féminin,
échantillon d’urine masculin) pour un total de 20 réplicats par panel.
Le Tableau 21 donne le pourcentage de concordance avec les résultats CT et GC prévus
pour le Tigris DTS System et pour les DTS Systems pour chacun des 13 panels CT/GC. Les
Aptima Combo 2 Assay
75
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
concentrations s’échelonnaient de dix fois en dessous à 1 000 fois au-dessus des limites
analytiques du test Aptima Combo 2 revendiquées pour 1 IFU/test pour CT et 50 CFU/test
pour GC. Le Tableau 21 indique également le pourcentage de concordance globale (99,3 %)
entre les résultats du panel CT/GC avec le Tigris DTS System et les DTS Systems. Les
concordances positives et négatives sont indiquées dans les Tableaux 22 et 23 pour les
résultats des panels CT et GC. Pour les panels d’écouvillons et d’urine, les concordances
positives étaient respectivement de 100 % et de 96,2 % pour CT, et toutes deux de 100 %
pour GC. Les concordances négatives pour les écouvillons et l’urine étaient respectivement
de 100 % et de 98,0 % pour CT, et toutes deux de 100 % pour GC. Trois des 5 réplicats des
panels d’urine féminins, qui se situaient un log en dessous de la sensibilité analytique
revendiquée de 1 IFU/test pour CT avec le test Aptima Combo 2, ont donné des résultats
CT- sur le Tigris DTS System. L’un des 5 réplicats du panel d’urine féminin provenant d’un
panel distinct était CT- sur les DTS Systems.
Tableau 17 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : résultats des échantillons endocervicaux et
urétraux masculins sur écouvillon1
Tigris DTS System
DTS Systems
Total
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
CT-/GC-
CT+/GC+
30
0
0
0
30
CT+/GC-
0
108
0
2
110
CT-/GC+
12
0
67
0
68
CT-/GC-
0
12
Total
31
120
Pourcentage de
concordance
(IC à 95 %)
3
5
2
796
810
69
798
1018
99,7% (99,1 - 100)
s.o.
4
96,8% (83,3 - 99,9) 90,0 % (83,2 - 94,7) 97,1% (89,9 - 99,6)
Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 98,3% (97,3 - 99,0)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = sans objet.
1
Données non présentées : les résultats de deux échantillons étaient équivoques pour CT-/GC aussi bien sur le Tigris
DTS System que les DTS Systems. Un échantillon a donné un résultat CT-/GC- sur le Tigris DTS System, mais un
résultat CT-/GC équivoque sur les DTS Systems. Lors d’un second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS
Systems, cet échantillon a donné un résultat CT-/GC-. L’échantillon a également donné un résultat GC- dans un test
d’amplification TMA de remplacement.
2
1/1 était CT+/GC+ lors du second test sur les DTS Systems et CT+ lors du test d’amplification TMA de remplacement.
3
11 échantillons sur 12 ont été analysés à nouveau. 11/11 étaient CT-/GC- lorsqu’ils ont été testés à nouveau avec le
test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems. 9/11 étaient CT- lors du test avec le test d’amplification TMA de
remplacement et 2/11 étaient CT+.
4
2/2 étaient CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et GC- lors du test
d’amplification TMA de remplacement.
5
2/2 étaient CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et CT- lors du test
d’amplification TMA de remplacement.
Aptima Combo 2 Assay
76
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Tableau 18 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : résultats des échantillons d’urine masculins
et féminins
Tigris DTS System
DTS Systems
Total
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
CT-/GC-
CT+/GC+
32
0
0
0
32
CT+/GC-
0
100
0
1
101
CT-/GC+
0
0
52
0
52
CT-/GC-
0
8
2
1
776
785
Total
32
108
53
777
970
Pourcentage de
concordance
(IC à 95 %)
100% (89,1 - 100)
92,6 % (85,9 - 96,7)
98,1% (89,9 - 100)
99,9% (99,3 - 100)
s.o.
1
3
Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 99,2% (98,1 - 99,5)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = sans objet.
7/8 étaient CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et CT- lors du test
d’amplification TMA de remplacement.
1/8 était CT+/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et CT+ lors du test
d’amplification TMA de remplacement.
2
1/1 était CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et GC- lors du test
d’amplification TMA de remplacement.
3
1/1 était CT-/GC- lors du second test avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems et CT+ lors du test
d’amplification TMA de remplacement.
1
Tableau 19 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : résultats des échantillons vaginaux sur
écouvillon
Tigris DTS System
DTS Systems
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
CT-/GC-
Total
CT+/GC+
26
0
0
0
26
CT+/GC-
0
44
0
2
46
CT-/GC+
0
0
24
0
24
CT-/GC-
0
0
1
73
74
Total
26
44
25
75
170
Pourcentage de
concordance
(IC à 95 %)
100% (86,8 - 100)
100% (92,0 - 100)
96,0% (79,6 - 99,9)
97,3% (90,7 - 99,7)
s.o.
Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 98,2% (94,9 - 99,6)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = sans objet.
Tableau 20 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : résultats des échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt
Tigris DTS System
DTS Systems
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
CT-/GC-
Total
CT+/GC+
26
0
0
0
CT+/GC-
0
44
0
1
45
CT-/GC+
0
0
24
0
24
26
CT-/GC-
0
1
1
73
75
Total
26
45
25
74
170
Pourcentage de
concordance
(IC à 95 %)
100% (86,8 - 100)
97,8% (88,2 - 99,9)
96,0% (79,6 - 99,9)
98,6% (92,7 - 100)
s.o.
Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 98,2% (94,9 - 99,6)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = sans objet.
Aptima Combo 2 Assay
77
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Tableau 21 : Étude de la concordance du panel clinique CT/GC : concordance avec les résultats CT et GC
prévus pour les panels des écouvillons endocervicaux, des écouvillons urétraux masculins et des échantillons
d’urine masculins et féminins
Concentration des
échantillons du panel1
Membre du panel
CT/GC
CT
IFU/mL
CT
GC
CFU/mL
Réplicats
GC
Tigris
%Concord.
DTS
%Concord.
Tigris
%Concord.
DTS
%Concord.
Faible/Faible
2,5
125
20
100
100
100
100
Faible/Élevée
2,5
125 000
20
100
953
100
100
Élevée/Faible
2 500
125
20
100
100
100
100
Élevée/Élevée
2 500
125 000
20
100
100
100
100
Très faible/Nég.
0,252
0
20
854
100
100
100
Faible/Nég.
2,5
0
20
100
100
100
100
Moyen/Nég.
25
0
20
100
100
100
100
Élevée/Nég.
2 500
0
20
100
100
100
100
Nég./Très faible
0
12,5
20
100
100
100
100
Nég./Faible
0
125
20
100
100
100
100
Nég./Moyen
0
1 250
19
100
100
100
100
Nég./Élevée
0
125 000
20
100
100
100
100
0
0
20
100
100
100
100
Nég./Nég.
Pourcentage de concordance globale entre Tigris et DTS (IC à 95 %) : 99,3% (98,3 - 99,8)
IFU = unités de formation d’inclusions, CFU = unités de formation de colonies, Tigris %concord. = accord entre Tigris
et les résultats attendus, DTS %concord. = accord entre DTS et les résultats attendus.
1
Un tube de prélèvement contient environ 2,9 mL de milieu de transport pour les échantillons sur écouvillon et 4,0 mL
de milieu de transport/mélange pour urine pour les échantillons d’urine.
2
La concentration de CT dans ce membre du panel clinique CT/GC se situe un log en dessous de la sensibilité
analytique revendiquée pour le test Aptima Combo 2 qui est de 1 IFU/test (7,25 IFU/écouvillon, 5 IFU/mL d’urine).
3
Un des 5 panels d’urine de sujets féminins était CT- sur les DTS Systems.
4
Trois des 5 réplicats du panel d’urine féminine étaient CT- sur le Tigris DTS System.
Tableau 22 : Étude de la concordance du panel clinique CT/GC : résultats CT pour les panels endocervicaux,
urétraux sur écouvillon masculins et d’urine masculins et féminins
Échantillon
N
DTS+
Tigris+
n
DTS+
Tigrisn
DTSTigris+
n
DTSTigrisn
Écouvillon
129
80
0
0
49
100 (95,5-100)
100 (92,7-100)
Urine
130
76
3
1
50
96,2 (89,3-99,2)
98,0 (89,6-100)
1
2
Concordance positive Concordance négative
(IC à 95 %)
(IC à 95 %)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, I.C. = intervalle de confiance
1
Trois des 5 réplicats des panels d’urine féminins, qui se situaient un log en dessous de la sensibilité analytique
revendiquée de 1IFU/test pour CT avec le test Aptima Combo 2, ont donné des résultats CT- sur le Tigris DTS System.
2
Un des 5 panels d’urine de sujets féminins était CT- sur les DTS Systems.
Tableau 23 : Étude de la concordance du panel clinique CT/GC : résultats GC pour les panels endocervicaux,
urétraux sur écouvillon masculins et d’urine masculins et féminins
Échantillon
N
DTS+
Tigris+
n
DTS+
Tigrisn
DTSTigris+
n
DTSTigrisn
Concordance positive
(IC à 95 %)
Concordance négative
(IC à 95 %)
Écouvillon
129
79
0
0
50
100 (95,4-100)
100 (92,9-100)
Urine
130
80
0
0
50
100 (95,5-100)
100 (92,9-100)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, I.C. = intervalle de confiance, Tigris = Tigris DTS.
Aptima Combo 2 Assay
78
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Étude de la précision
La précision du Tigris DTS System (c.-à-d. la reproductibilité) a été évaluée chez Hologic et
dans un site clinique externe. La précision du test Aptima Combo 2 a été évaluée sur trois
Tigris Systems, dans deux sites d’étude, avec deux lots de kit de tests Aptima Combo 2 et
par quatre utilisateurs. Le Tableau 24 présente les données de précision RLU en termes de
moyenne, d’écart-type, de coefficient de variation (CV) et de pourcentage de concordance
avec les résultats attendus des calculs de variabilité d’un site à l’autre, d’un utilisateur à
l’autre, d’un lot à l’autre, d’une série à l’autre et intra-série.
Au site externe, deux utilisateurs ont effectué trois listes de travail (c.-à-d., des séries) par lot
de kit de tests Aptima Combo 2 sur un Tigris DTS System, effectuant au total 6 listes de
travail chacun. Chez Hologic, deux utilisateurs ont effectué trois listes de travail par lot de kit
de tests Aptima Combo 2 sur chacun des deux Tigris DTS Systems, effectuant au total
12 listes de travail chacun. Il y a donc eu au total 36 listes de travail effectuées. Chaque liste
de travail se composait de six panels de précision identiques de 12 membres contenant de
0 à 2 000 fg/test d’ARNr de CT et/ou de 0 à 2 433 fg/test d’ARNr de GC. Chaque liste de
travail se composait de six panels de précision identiques de 12 membres contenant de
0 à 2 000 fg/test d’ARNr de CT et/ou de 0 à 5 000 fg/test d’ARNr de GC. Les membres des
panels contenant CT et GC ont été classés comme ayant des concentrations de CT faibles
(5 ou 100 fg/test), moyennes (1 000 fg/test) ou élevées (≥ 2 000 fg/test) et ayant des
concentrations de GC faibles (≤ 250 fg/test), moyenne (environ 2 400 fg/test) ou élevées
(5 000 fg/test). La reproductibilité a été établie en ensemençant le milieu de transport de
l’écouvillon avec de l’ARNr. La reproductibilité lors des tests d’échantillons sur écouvillon et
urinaires contenant l’organisme cible n’a pas été déterminée. La précision a été estimée
conformément aux directives EP5-A du NCCLS (34).
Tableau 24 : Données de précision pour le Tigris DTS System
Conc.
CT
GC
Intra-série
N
Moyenne
RLU
%
(x 1 000) Concord.
D’un site à
l’autre
D’un lot à
l’autre
D’un utilisateur à
l’autre
D’une série à
l’autre
ET
(RLU
x1 000)
CV
(%)
ET
(RLU
x1 000)
CV
(%)
ET
(RLU
x1 000)
CV
(%)
ET
(RLU
x1 000)
CV
(%)
ET
(RLU
x1 000)
CV
(%)
Nég.
Nég.
647
4
100
1,25
26,2
0,66
13,9
0,05
1,0
0,08
1,7
0,30
6,4
Nég.
Élevé
215
1 216
100
28,5
2,3
61,2
5,0
10,0
0,8
0
0
17,1
1,4
Élevé
Nég.
216
1 266
100
38,8
3,0
0
0
93,1
7,3
40,8
3,2
40,4
3,1
Élevé
Élevé
210
2 445
100
54,2
2,2
40,0
1,6
110,3
4,5
28,4
1,1
52,3
2,1
Nég. Faible1 217
1 132
100
30,3
2,6
61,0
5,3
0
0,0
20,7
1,8
18,5
1,6
Faible1 Nég.
214
1 053
100
72,8
6,9
1,5
0,1
73,8
7,0
28,5
2,7
26,9
2,5
214
2 429
100
48,8
2,0
40,0
1,6
101,1
4,1
0
0
52,9
2,1
Faible1 Faible1 216
2 112
99,5
112,3
5,3
84,1
3,9
33,2
1,5
34,2
1,6
52,9
2,5
Faible1 Élevé
216
2 282
100
77,3
3,3
97,8
4,2
59,3
2,6
0
0
41,7
1,8
Élevé Faible1 215
2 318
100
61,1
2,6
50,7
2,1
86,2
3,7
4,6
0,2
42,4
1,8
Moy.
Moy.
SD = écart-type, %CV = pourcentage du coefficient de variation, %Concord. = pourcentage de concordance,
Conc. = concentration.
Remarque : La variabilité découlant de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la
variabilité due à ces facteurs est très faible. Si tel est le cas, la variabilité mesurée avec l’écart-type et le % CV est fixée à zéro.
Consulter les directives EP5-A approuvées par le NCCLS (34).
1
Des échantillons de panel à faible concentration ont été ensemencés aux seuils de sensibilité analytique revendiqués pour le test
(5 fg d’ARNr de CT/test, 250 fg d’ARNr de GC/test, ou les deux pour l’échantillon doublement positif). Pour CT, le niveau cible
testé équivaut approximativement à 36 fg/écouvillon et à 25 fg/mL d’urine. Pour GC, le niveau cible testé équivaut
approximativement à 1 800 fg/écouvillon et à 1 250 fg/mL d’urine. En se basant sur la taille du génome et le rapport estimé
ADN/RNA par cellule pour chaque organisme, 5 fg équivaut à 1 IFU de CT et 250 fg équivaut à 50 cellules de GC.
Aptima Combo 2 Assay
79
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique du Tigris DTS System
Performance analytique du Tigris DTS System
Consulter Performance analytique du Panther System pour connaître le rendement
analytique spécifique au Panther System.
Étude de l’équivalence de la sensibilité analytique
Les dilutions de trois sérotypes CT (E, F, G) associés aux infections de l’appareil génitourinaire ont été testés sur les trois appareils du Tigris DTS System et parallèlement sur les
DTS Systems. Les sérotypes CT ont été dilués dans le milieu de transport pour écouvillon et
un pool d’échantillons d’urine traités. Les concentrations variaient de 3 unités de formation
des inclusions (IFU) par test à 0,1 IFU par test, soit un log en dessous de la sensibilité
analytique revendiquée pour le test d’une IFU par test (7,25 IFU/écouvillon, 5 IFU/mL d’urine).
La positivité en pourcentage entre le Tigris DTS System et les DTS Systems équivalait à un
intervalle de confiance de 95 % pour les trois sérotypes jusqu’au taux de sensibilité analytique
revendiqué. Les dilutions inférieures à ce taux ont aussi donné des résultats positifs sur les
deux plateformes. Une sensibilité comparable a été démontrée à un seuil de détection d’une
IFU par test entre le Tigris DTS System et les DTS Systems sur l’ensemble.
Un panel de sensibilité d’un pool d’échantillons vaginaux et un panel de sensibilité d’un pool
d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement ont été préparés à une
concentration de 5 fg d’ARNr de CT et 60 réplicats ont été testés sur le Tigris DTS System.
Le pourcentage de positivité avec le Tigris DTS System (IC à 95 %) était de 100 % (95,1
à 100) pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et de 100 % (95,1 à 100) pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement.
Les dilutions de trois isolats cliniques de GC ont été testés sur le Tigris DTS System et en
parallèle sur les DTS Systems. Les isolats de GC ont été dilués dans le milieu de transport
pour écouvillon et un pool d’échantillons d’urine traités. Les concentrations variaient de
150 cellules par test à 5 cellules par test, soit un log en dessous de la sensibilité analytique
revendiquée pour le test de 50 cellules/test (362 cellules/écouvillon, 250 cellules/mL d’urine).
La positivité en pourcentage entre le Tigris DTS System et les DTS Systems équivalait à un
intervalle de confiance de 95 % pour les trois isolats jusqu’au taux de sensibilité analytique
revendiqué. Les dilutions inférieures à ce taux ont aussi donné des résultats positifs sur les
deux plateformes. Une sensibilité comparable a été démontrée à un seuil de détection de
50 cellules par test entre le Tigris DTS System et les DTS Systems sur l’ensemble.
Un panel de sensibilité d’un pool d’échantillons vaginaux et un panel de sensibilité d’un pool
d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement ont été préparés à une
concentration de 250 fg d’ARNr de GC et 60 réplicats ont été testés sur le Tigris DTS System.
Le pourcentage de positivité avec le Tigris DTS System (IC à 95 %) était de 100 % (95,1 à
100) pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et de 100 % (95,1 à 100) pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement.
Aptima Combo 2 Assay
80
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique du Tigris DTS System
Étude des panels cliniques enrichis avec de l’ARNr de CT/GC – échantillons vaginaux
sur écouvillon et échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
L’étude des panels cliniques enrichis avec de l’ARNr de CT/GC a évalué la concordance
entre les deux systèmes en utilisant deux panels cliniques CT/GC préparés par Hologic et
enrichis avec de 0 à 5 000 fg d’ARNr/test de CT et/ou de 0 à 250 000 fg d’ARNr/test de GC.
Les panels cliniques CT/GC ont été créés à partir d’échantillons vaginaux sur écouvillon et
d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt collectés sur 309 sujets féminins dont
les échantillons avaient donné des résultats négatifs avec le test Aptima Combo 2 sur DTS
Systems lorsqu’ils ont été testés chez Hologic. Les échantillons négatifs ont été groupés par
type d’échantillon, ensemencés ou non ensemencés avec de l’ARNr de CT et/ou de GC et
aliquotés comme réplicats de chaque échantillon du panel. Les réplicats de chacun des
13 échantillons du panel ensemencés avec des concentrations d’ARNr différentes ont été
combinés pour créer un panel clinique pour chaque type de prélèvement. Chaque panel
contenait un total de 132 réplicats.
Un réplicat d’écouvillon vaginal provenant d’un échantillon de panel ayant une très faible
concentration de CT (0,05 fg d’ARNr/test) a donné un résultat CT équivoque sur les DTS
Systems.
Le Tableau 25 indique la concordance en pourcentage de chaque taux d’ARNr dans les
panels respectifs des écouvillons vaginaux et des échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt, avec les résultats CT et GC attendus pour le Tigris DTS System et les DTS
Systems. Les concentrations s’échelonnaient de 1 log en dessous à 3 log au-dessus des
5 fg d’ARNr/test pour CT et 250 fg d’ARNr/test pour GC. Le Tableau 25 indique également
les concordances en pourcentage d’ensemble (99,2 % pour le panel des écouvillons
vaginaux et 100 % pour le panel des échantillons de frottis en milieu PreservCyt).
Tableau 25 : Étude de la concordance des panels cliniques de CT/GC enrichis avec de l’ARNr : concordance
avec les résultats CT et GC prévus pour les panels des écouvillons vaginaux et des échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt
Membre du panel
CT/GC
Concentration
(fg d’ARNr/test)
Panel des échantillons de frottis
milieu liquide PreservCyt
Panel des écouvillons vaginaux
Réplicats
CT
GC
CT
GC
CT
GC
Faible/Faible
Faible/Élevée
Élevée/Faible
Élevée/Élevée
5
5
5000
5000
250
250 000
250
250 000
10
10
10
10
Tigris
%Con
-cord.
100
100
100
100
DTS
%Con
-cord.
100
100
100
100
Tigris
%Con
-cord.
100
100
100
100
DTS
%Con
-cord.
100
100
100
100
Tigris
%Con
-cord.
100
100
100
100
DTS
%Con
-cord.
100
100
100
100
Tigris
%Con
-cord.
100
100
100
100
DTS
%Con
-cord.
100
100
100
100
Très faible/Nég.
0,5
0
10
100
100
100
100
100
100
5
50
5000
0
0
0
10
10
10
100
100
100
88,91
100
100
100
100
Faible/Nég.
Moyen/Nég.
Élevée/Nég.
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
Nég./Très faible
Nég./Faible
Nég./Moyen
Nég./Élevée
0
0
0
0
25
250
2500
250 000
10
10
10
10
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
Nég./Nég.
0
0
12
100
100
100
100
Pourcentage de concordance globale
entre Tigris et DTS (IC à 95 %) :
99,2% (95,8 - 100)
100
100
100
100
Pourcentage de concordance globale
entre Tigris et DTS (IC à 95 %) :
100% (97,2 - 100)
DTS %Concord. = concordance entre les DTS Systems et les résultats attendus, Tigris%Concord. = concordance entre le Tigris
DTS System et les résultats attendus.
1
1 réplicat sur 10 a donné un résultat CT équivoque sur les DTS Systems et a été exclu de cette analyse. 8/9 ont concordé
avec les résultats attendus. 1/9 était CT- sur les DTS Systems. La concentration CT de ce membre du panel est 1 log en
dessous de 5 fg d’ARNr/test.
Aptima Combo 2 Assay
81
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique du Tigris DTS System
Étude de l’équivalence de la spécificité analytique
Pour un test d’amplification de l’acide nucléique, la spécificité analytique concernant les
organismes individuels est en grande partie déterminée par la chimie du test (par ex.,
séquences d’oligonucléotides) plutôt que par la plate-forme. Étant donné que les réactifs du
test Aptima Combo 2 sont identiques entre le Tigris DTS System et les DTS Systems, les
expérimentations de spécificité analytique sur le Tigris DTS System étaient destinées à
porter sur les isolats de culture les plus complexes. Parmi ces organismes figuraient ceux
qui sont connus pour avoir une réactivité croisée dans d’autres tests d’amplification. Vingtquatre (24) isolats de culture ont été sélectionnés dans le panel d’organismes du Tableau 15, y
compris 3 organismes qui sont très étroitement liés à CT et 17 organismes étroitement liés à
GC. Tous les organismes testés ont donné des résultats négatifs sur le Tigris DTS System.
Étude de l’équivalence des substances interférentes
Le sang, une substance que l’on trouve couramment dans les échantillons génito-urinaires,
peut interférer avec certains tests d’amplification. Le sang total a été utilisé pour établir le
degré d’interférence du sang sur le Tigris DTS System et l’équivalence entre le Tigris DTS
System et les DTS Systems concernant ce potentiel d’interférence. Du sang frais a été
ajouté aux pools d’écouvillons cliniques, d’écouvillons vaginaux, d’échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt déjà traités et d’échantillons d’urine, puis testés pour toute
interférence éventuelle avec le test en l’absence ou en présence de CT et GC cible. Une
concentration d’ARNr estimée équivalente à une IFU de CT/test (5 fg/test) et à 50 cellules de
GC/test (250 fg/test) a été utilisée étant donné qu’elle représente la sensibilité analytique du
test. Les concentrations d’ARNr équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et
le ratio estimé ADN:RNA/cellule de chaque organisme. Les échantillons ont été testés sur
deux Tigris DTS Systems. Tous les échantillons contenant de l’acide nucléique cible étaient
positifs lorsqu’ils ont été testés à un taux de 10 % (vol/vol) de sang dans les échantillons sur
écouvillon, les échantillons vaginaux sur écouvillon, les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt après traitement et 30 % (vol/vol) de sang dans les échantillons d’urine.
Tous les échantillons qui ne contenaient pas la cible ont été correctement identifiés comme
étant négatifs à CT et GC. Ces résultats sont identiques à ceux démontrés pour les DTS
Systems lorsqu’ils sont enrichis avec les mêmes quantités de sang.
Le sang ajouté aux écouvillons, aux écouvillons vaginaux, aux échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt après traitement et aux échantillons d’urine à des taux bien
supérieurs à ce que l’on pourrait s’attendre avec une collecte d’échantillons normal, n’a pas
interféré avec les résultats sur le Tigris DTS System.
Aptima Combo 2 Assay
82
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique du Tigris DTS System
Études de la contamination de transfert pour le Tigris DTS System
Afin d’établir que le Tigris DTS System minimise les risques de résultats faussement positifs
liés à une contamination de transfert, une étude analytique de plusieurs jours a été réalisée
à l’aide de panels ensemencés sur trois Tigris DTS Systems. L’étude a utilisé 20 % des
échantillons avec une valeur cible élevée contenant 1,0 x 109 cellules/réaction, qui ont été
aléatoirement répartis parmi les 80 % d’échantillons négatifs contenant le milieu de transport
de l’écouvillon. Pendant la durée de l’étude, 1 372 échantillons avec une valeur cible élevée
et 5 516 échantillons négatifs ont été testés sur les trois Tigris DTS Systems. Le taux de
contamination de transfert global, résultats faussement positifs et équivoques compris, a été
en moyenne de 0,3 % (18/5 491). Au total, 25 échantillons négatifs ont été signalés comme
invalides et exclus des calculs. Une analyse distincte a été effectuée sur un sous-ensemble
de la population de l’étude constitué des échantillons négatifs testés immédiatement à la
suite des résultats positifs avec une valeur cible élevée. Le taux de contamination de
transfert pour ce sous-ensemble de la population, résultats faussement positifs et équivoques
compris, a été en moyenne de 1,1 % (12/1 097). Concernant les résultats faussement positifs
de ce sous-ensemble, le taux de contamination de transfert a varié de 0 % à 1,1 % sur les
trois Tigris DTS Systems. Concernant les résultats équivoques de ce sous-ensemble, le taux
de contamination de transfert a varié de 0 % à 0,9 % sur les trois Tigris DTS Systems. Ces
résultats indiquent que la contamination est minimisée sur le Tigris DTS System.
Aptima Combo 2 Assay
83
502487FC Rev. 004
Performance clinique du Panther System avec des
échantillons extragénitaux
Aptima Combo 2
™
Performance clinique du Panther System avec des échantillons
extragénitaux
Valeur attendue pour le Panther System
Prévalence
La prévalence d’infections à CT et à GC dans les populations de patients dépend des facteurs
de risque tels que l’âge, le sexe, la présence ou l’absence de symptômes, le type de clinique
et la sensibilité du test de détection utilisé. Un résumé de la positivité de trois résultats
d’infections à CT et à GC dans des échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon, tels que
déterminés par le test Aptima Combo 2, est indiqué dans le Tableau 26 pour l’étude clinique
multicentrique par site clinique et pour l’ensemble.
Tableau 26 : Prévalence des infections à CT et à GC telle que déterminée par le test Aptima Combo 2
dans des échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon par site clinique
% de prévalence (nbre de positifs/nbre testés avec résultats valides)
ER
Site
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Tous
EP
CT+/GC-
CT-/GC+
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
CT+/GC+
10,6
(15/141)
6,3
(14/223)
4,5
(16/357)
1,8
(2/110)
4,2
(14/332)
2,5
(10/395)
5,5
(16/290)
10,9
(40/366)
9,8
(34/348)
6,3
(161/2562)
6,4
(9/141)
1,3
(3/223)
4,5
(16/357)
0,9
(1/110)
3,6
(12/332)
5,8
(23/395)
5,5
(16/290)
6,3
(23/366)
12,9
(45/348)
5,8
(148/2562)
2,1
(3/141)
0,4
(1/223)
3,4
(12/357)
0,0
(0/110)
2,4
(8/332)
0,8
(3/395)
3,4
(10/290)
1,6
(6/366)
4,6
(16/348)
2,3
(59/2562)
2,8
(4/143)
0,4
(1/225)
0,8
(3/363)
0,9
(1/112)
1,5
(5/333)
1,0
(4/398)
1,7
(5/288)
4,1
(15/367)
1,7
(6/355)
1,7
(44/2584)
9,8
(14/143)
1,3
(3/225)
5,5
(20/363)
1,8
(2/112)
4,5
(15/333)
7,8
(31/398)
9,7
(28/288)
10,4
(38/367)
17,2
(61/355)
8,2
(212/2584)
0,0
(0/143)
0,0
(0/225)
0,3
(1/363)
0,0
(0/112)
0,6
(2/333)
0,3
(1/398)
0,3
(1/288)
0,3
(1/367)
0,8
(3/355)
0,3
(9/2584)
ER = écouvillon rectal, EP = écouvillon pharyngé.
Remarque: la prévalence des infections à CT et à GC a été estimée à partir d’échantillons rectaux
et pharyngés sur écouvillon provenant de sujets symptomatiques et asymptomatiques.
Performance clinique du Panther System pour les échantillons rectaux et pharyngés sur
écouvillon
Une étude clinique, multicentrique et prospective a été menée pour établir les caractéristiques
de performance du test Aptima Combo 2 sur le Panther System avec des échantillons
rectaux et pharyngés sur écouvillon. Les échantillons ont été prélevés auprès de patients
symptomatiques et asymptomatiques de sexe masculin et féminin inscrits dans 9 sites
cliniques géographiquement et ethniquement répartis aux États-Unis. Ils provenaient
notamment de cliniques de dépistage et de prise en charge des ITS, de planification familiale,
de santé pour étudiants et pour femmes, de prise en charge du VIH et d’établissements
cliniques dédiés à la communauté LGBT. Les sujets ont été classés comme symptomatiques
au site anatomique rectal et/ou pharyngé s’ils ont fait état de symptômes spécifiques au site
Aptima Combo 2 Assay
84
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance clinique du Panther System avec des
échantillons extragénitaux
anatomique. Parmi les 2 767 sujets inscrits, 8 n’ont pas participé à la visite de collecte et ne
disposaient donc pas d’échantillons disponibles pour le test, 167 disposaient d’échantillons
testés mais ont été exclus en raison de variations de température ayant compromis l’intégrité
des échantillons et 1 ne disposait d’aucun échantillon testé par erreur. Sur les 2 591 sujets
non exclus dont au moins un type d’échantillon a été testé, 181 étaient âgés de 18 à 20 ans,
565 de 21 à 25 ans et 1 845 avaient plus de 25 ans.
Le clinicien a prélevé jusqu’à huit échantillons sur chaque sujet : 4 échantillons rectaux sur
écouvillon et 4 échantillons pharyngés sur écouvillon, collectés de façon aléatoire. Les
échantillons ont été traités à des fins d’analyses CT/GC avec le test Aptima Combo 2 et
différents TAAN conformément aux instructions indiquées sur la notice du test correspondant
au kit de collecte d’échantillons.
Les résultats obtenus avec jusqu’à trois TAAN de référence (autorisés pour la détection
d’infections urogénitales à CT/GC et validés pour être employés avec des échantillons rectaux
et pharyngés sur écouvillon) ont été utilisés pour établir l’état d’infection du site anatomique
(ASIS, anatomic site infected status) à chaque site anatomique et pour chaque sujet. L’ASIS
a été déterminé à partir des résultats des tests réalisés sur le même type d’échantillon. Les
sujets ont été classés comme étant infectés en cas de résultat positif avec au moins deux
TAAN de référence, et comme étant non infectés si au moins 2 des résultats de référence
étaient négatifs; le troisième TAAN de référence (subsidiaire) était nécessaire uniquement en
cas de discordance entre les 2 premiers résultats de référence (consulter les Tableaux 31, 32,
33 et 34 pour les algorithmes ASIS).
Au total, 5 500 échantillons ont été analysés avec le test Aptima Combo 2 sur le Panther
System, y compris ceux des 167 sujets dont les résultats ont été exclus en raison de
variations de température. Les échantillons ont été répartis entre deux laboratoires externes.
Les sites ont reçu pour instruction de refaire les tests sur les échantillons dont les résultats
initiaux étaient invalides, équivoques ou incorrects. L’ensemble des échantillons à l’exception
d’1 (5 499/5 500) ont finalement obtenu des résultats valides à l’issue des nouveaux tests
exigés.
Parmi les 2 591 sujets non exclus dont au moins un type d’échantillon a été testé, les
échantillons suivants ont été exclus des analyses de performance : 6 échantillons pharyngés
ont été exclus des évaluations de performance CT (4 non testés avec le test Aptima
Combo 2 et 2 avec un ASIS invalide / indéterminé); 12 échantillons pharyngés ont été exclus
des évaluations de performance GC (4 avec des résultats invalides ou non signalés pour le
test Aptima Combo 2, 3 avec des résultats finaux équivoques au test Aptima Combo 2 et
5 avec un ASIS invalide / indéterminé); 29 échantillons rectaux ont été exclus des évaluations
de performance CT (2 échantillons non collectés, 1 avec des résultats invalides au test Aptima
Combo 2, 9 non testés avec le test Aptima Combo 2, 12 avec des résultats finaux équivoques
au test Aptima Combo 2 et 5 avec un ASIS invalide / indéterminé); et 22 échantillons rectaux
sur écouvillon ont été exclus des évaluations de performance GC (2 échantillons non collectés,
1 avec des résultats invalides au test Aptima Combo 2, 9 non testés avec le test Aptima
Combo 2, 5 avec des résultats finaux équivoques au test Aptima Combo 2 et 5 avec un
ASIS invalide / indéterminé).
Aptima Combo 2 Assay
85
502487FC Rev. 004
Performance clinique du Panther System avec des
échantillons extragénitaux
Aptima Combo 2
™
Résultats de performance pour Chlamydia trachomatis
Les Tableaux 27 et 28 indiquent les valeurs CPP, CPN et prédictives dans l’ensemble et
par état des symptômes, respectivement, associées à la détection de CT selon l’ASIS
dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon.
Tableau 27 : Caractéristiques de performance du test Aptima Combo 2 pour la détection de CT dans les
échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon
Type
d’échantillon
n
ER
2562
197
EP
2585
45
8,4
CPP %
1
(IC à 95 %)
91,6 (87,2-94,6)
CPN %
1
(IC à 95 %)
98,9 (98,4-99,3)
VPP %
VPN %
2
2
(IC à 95 %)
(IC à 95 %)
88,7 (84,4-92,3) 99,2 (98,8-99,5)
2,0
88,2 (76,6-94,5)
99,7 (99,4-99,8)
84,9 (74,5-92,5) 99,8 (99,5-99,9)
ASIS+/ ASIS-/ ASIS-/ ASIS+/ Prév.
AC2+ AC2+ AC2- AC2%
25
2322
5
2526
3
8
184
6
6
AC2 = test Aptima Combo 2, ASIS = état d’infection du site anatomique (anatomic site infected status), IC= intervalle de
confiance, CPN = concordance prédictive négative, VPN = valeur prédictive négative, CPP = concordance prédictive positive,
VPP = valeur prédictive positive, Prév = prévalence, ER = écouvillon rectal, EP = écouvillon pharyngé.
1
Score de l’IC
2
VPP à IC à 95 % calculée à partir de l’IC précis à 95 % pour le rapport de probabilité positif, VPN à IC à 95 % calculée à partir
de l’IC à 95 % pour le rapport de probabilité négatif.
3
14/25 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence.
4
12/18 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence.
5
3/8 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence.
6
2/6 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence.
Tableau 28 : Caractéristiques de performance du test Aptima Combo 2 pour la détection de CT par état
des symptômes dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon
Type
État des
d’échansymptômes
tillon
ER
EP
n
Sym
190
23
Asym
2372
174
Sym
306
9
Asym
2279
36
23
164
14
2158
17
7
296
0
8
2230
23
5
1
7
6
9
6
CPN %
CPP %
ASIS+/ ASIS-/ ASIS-/ ASIS+/ Prév.
AC2+ AC2+ AC2- AC2%
1
(IC à 95 %)
VPP %
1
(IC à 95 %)
(IC à 95 %)
VPN %
1
(IC à 95 %)1
12,6 95,8 (79,8-99,3) 98,8 (95,7-99,7) 92,0 (77,0-98,8) 99,4 (97,0-100)
8,1 91,1 (86,2-94,4) 98,9 (98,4-99,3) 88,3 (83,6-92,1) 99,2 (98,8-99,5)
2,9
100 (70,1-100) 99,7 (98,1-99,9) 90,0 (61,9-99,7) 100 (99,0-100)
1,8 85,7 (72,2-93,3) 99,7 (99,4-99,8) 83,7 (71,9-92,4) 99,7 (99,5-99,9)
AC2 = test Aptima Combo 2, ASIS = état d’infection du site anatomique (anatomic site infected status),
Asym = asymptomatique, IC= intervalle de confiance, CPN = concordance prédictive négative,
VPN = valeur prédictive négative, CPP = concordance prédictive positive, VPP = valeur prédictive positive,
Prév = prévalence, ER = écouvillon rectal, Sym = symptomatique, EP = écouvillon pharyngé.
1
Score de l’IC
2
VPP à IC à 95 % calculée à partir de l’IC précis à 95 % pour le rapport de probabilité positif, VPN à IC à 95 % calculée
à partir de l’IC à 95 % pour le rapport de probabilité négatif.
3
2/2 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence.
4
1/1 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence.
5
12/23 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence.
6
11/17 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence.
7
1/1 sujet présentait des résultats CT négatifs pour l’ensemble des TAAN de référence.
8
3/7 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence.
9
2/6 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence.
Aptima Combo 2 Assay
86
502487FC Rev. 004
Performance clinique du Panther System avec des
échantillons extragénitaux
Aptima Combo 2
™
Résultats de performance pour Neisseria gonorrhoeae
Les Tableaux 29 et 30 indiquent les valeurs CPP, CPN et prédictives dans l’ensemble et
par état des symptômes, respectivement, associées à la détection de GC selon l’ASIS
dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon.
Tableau 29 : Caractéristiques de performance du test Aptima Combo 2 pour la détection de GC dans les
échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon
Type
d’échantillon
n
ER
2569
192
13
3
2359
54
EP
2579
195
25
5
2351
86
CPP %
(IC à 95 %)1
CPN %
(IC à 95 %)1
VPP %
(IC à 95 %)2
VPN %
(IC à 95 %)2
7,7
97,5 (94,2-98,9)
99,5 (99,1-99,7)
93,7 (89,8-96,4)
99,8 (99,5-99,9)
7,9
96,1 (92,4-98,0)
98,9 (98,5-99,3)
88,6 (84,2-92,2)
99,7 (99,3-99,9)
ASIS+/ ASIS-/ ASIS-/ ASIS+/ Prév.
AC2+ AC2+ AC2AC2%
AC2 = test Aptima Combo 2, ASIS = état d’infection du site anatomique (anatomic site infected status), IC= intervalle de
confiance, CPN = concordance prédictive négative, VPN = valeur prédictive négative, CPP = concordance prédictive positive,
VPP = valeur prédictive positive, Prév = prévalence, ER = écouvillon rectal, EP = écouvillon pharyngé.
1
Score de l’IC
2
VPP à IC à 95 % calculée à partir de l’IC précis à 95 % pour le rapport de probabilité positif, VPN à IC à 95 % calculée à partir
de l’IC à 95 % pour le rapport de probabilité négatif.
3
9/13 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence.
4
4/5 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence.
5
11/25 sujets présentaient un résultat CT positif pour l’un des trois tests de référence.
6
6/8 sujets présentaient un résultat CT négatif pour l’un des trois tests de référence.
Tableau 30 : Caractéristiques de performance du test Aptima Combo 2 pour la détection de GC par état
des symptômes dans les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon
Type
État des
d’échansymptômes
tillon
ER
EP
n
ASIS+/ ASIS-/ ASIS-/ ASIS+/ Prév.
AC2+ AC2+ AC2- AC2- %
Sym
192
38
Asym
2377
154
Sym
303
39
Asym
2276
156
0
154
3
13
2
5
6
23
0
2205
5
262
0
2089
8
4
7
CPN %
CPP %
1
(IC à 95 %)
19,8 100 (90,8-100)
(IC à 95 %)
VPP %
1
100 (97,6-100)
VPN %
2
(IC à 95 %)
(IC à 95 %)2
100 (91,2-100)
100 (97,8-100)
6,7 96,9 (92,9-98,6) 99,4 (99,0-99,7) 92,2 (87,6-95,6) 99,8 (99,5-99,9)
12,9 100 (91,0-100) 99,2 (97,3-99,8) 95,1 (84,5-99,4) 100 (98,7-100)
7,2 95,1 (90,7-97,5) 98,9 (98,4-99,3) 87,2 (82,1-91,4) 99,6 (99,3-99,8)
AC2 = test Aptima Combo 2, ASIS = état d’infection du site anatomique (anatomic site infected status),
Asym = asymptomatique, IC= intervalle de confiance, CPN = concordance prédictive négative,
VPN = valeur prédictive négative, CPP = concordance prédictive positive, VPP = valeur prédictive positive,
Prév = prévalence, ER = écouvillon rectal, Sym = symptomatique, EP = écouvillon pharyngé.
1
Score de l’IC
2
VPP à IC à 95 % calculée à partir de l’IC précis à 95 % pour le rapport de probabilité positif, VPN à IC à 95 % calculée
à partir de l’IC à 95 % pour le rapport de probabilité négatif.
3
9/13 sujets présentaient un résultat GC positif pour l’un des trois tests de référence.
4
4/5 sujets présentaient un résultat GC négatif pour l’un des trois tests de référence.
5
2/2 sujets présentaient un résultat GC positif pour l’un des trois tests de référence.
6
9/23 sujets présentaient un résultat GC positif pour l’un des trois tests de référence.
7
6/8 sujets présentaient un résultat GC négatif pour l’un des trois tests de référence.
Aptima Combo 2 Assay
87
502487FC Rev. 004
Performance clinique du Panther System avec des
échantillons extragénitaux
Aptima Combo 2
™
Tableaux des états d’infection à Chlamydia trachomatis
La fréquence des résultats du test pour les TAAN de référence et les essais
expérimentaux avec le Panther System est résumée dans les Tableaux 31 et 32 pour CT,
pour les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon, respectivement.
Tableau 31 : État d’infection à CT pour l’évaluation de performance dans les échantillons rectaux sur
écouvillon
Résultats du test
État des symptômes rectaux
Échantillons rectaux
État d’infection
TAAN1
TAAN 2
TAAN 3
AC2 Panther
Sym
Asym
Infectée
+
+
+
+
0
3
Infectée
+
+
+
-
0
6
Infectée
+
+
+
=
0
3
Infectée
+
+
-
=
0
1
Infectée
+
+
S.O.
+
21
148
Infectée
+
-
+
+
1
13
Infectée
+
-
+
-
0
7
Infectée
+
ND
+
+
0
2
Infectée
-
+
+
+
1
7
Infectée
-
+
+
-
1
4
Infectée
-
+
+
=
0
1
Infectée
ND
+
+
+
0
1
Non infectée
+
-
-
+
0
2
Non infectée
+
-
-
-
1
4
Non infectée
-
+
-
+
0
1
Non infectée
-
+
-
-
1
10
Non infectée
-
-
+
+
2
9
Non infectée
-
-
+
=
0
2
Non infectée
-
-
-
+
0
10
Non infectée
-
-
-
-
0
2
Non infectée
-
-
-
=
0
2
Non infectée
-
-
S.O.
-
158
2062
Non infectée
-
ND
-
-
0
47
Non infectée
ND
-
-
+
0
1
Non infectée
ND
-
-
-
4
33
Non infectée
ND
-
-
=
1
0
Indéterminé
+
-
ND
-
1
0
Indéterminé
-
+
ND
-
0
1
Indéterminé
-
+
ND
=
0
1
Indéterminé
-
ND
+
=
1
0
AC2 Panther = test Aptima Combo 2 sur le Panther System, Asym = asymptomatique, S.O. = sans objet,
ND = résultat non disponible, Sym = symptomatique.
Le symbole égal (=) correspond à un résultat équivoque.
Aptima Combo 2 Assay
88
502487FC Rev. 004
Performance clinique du Panther System avec des
échantillons extragénitaux
Aptima Combo 2
™
Tableau 32 : État d’infection à CT pour l’évaluation de performance dans les échantillons pharyngés sur
écouvillon
État des symptômes
pharyngés
Échantillons
pharyngés
État d’infection
TAAN1
TAAN 2
TAAN 3
AC2 Panther
Sym
Asym
Infectée
+
+
+
+
0
1
Infectée
+
+
+
-
0
2
Infectée
+
+
-
-
0
1
Infectée
+
+
=
-
0
1
Infectée
+
+
S.O.
+
8
31
Infectée
+
-
+
+
1
4
Infectée
+
-
+
-
0
1
Résultats du test
Infectée
+
ND
+
-
0
1
Non infectée
+
-
-
+
0
1
Non infectée
+
-
-
-
0
3
Non infectée
-
+
-
+
0
1
Non infectée
-
+
-
-
0
2
Non infectée
-
-
+
+
0
1
Non infectée
-
-
-
+
1
4
Non infectée
-
-
-
-
1
6
Non infectée
-
-
S.O.
-
295
2202
Non infectée
-
=
-
-
0
1
Non infectée
-
ND
-
-
0
6
Non infectée
ND
-
-
-
0
10
AC2 Panther = test Aptima Combo 2 sur le Panther System, Asym = asymptomatique, S.O. = sans objet,
ND = résultat non disponible, Sym = symptomatique.
Le symbole égal (=) correspond à un résultat équivoque.
Aptima Combo 2 Assay
89
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Performance clinique du Panther System avec des
échantillons extragénitaux
Aptima Combo 2
™
Tableaux des états d’infection à Neisseria gonorrhoeae
La fréquence des résultats du test pour les TAAN de référence et les essais
expérimentaux avec le Panther System est résumée dans les Tableaux 33 et 34 pour
GC, pour les échantillons rectaux et pharyngés sur écouvillon, respectivement.
Tableau 33 : État d’infection à GC pour l’évaluation de performance dans les échantillons rectaux sur
écouvillon
Échantillons rectaux
État d’infection
État des symptômes
rectaux
Résultats du test
TAAN1
TAAN 2
TAAN 3
AC2 Panther
Sym
Asym
Infectée
+
+
+
+
1
0
Infectée
+
+
+
-
0
1
Infectée
+
+
+
=
1
0
Infectée
+
+
-
-
0
2
Infectée
+
+
-
=
0
1
Infectée
+
+
S.O.
+
34
137
Infectée
+
-
+
+
2
11
Infectée
+
-
+
-
0
2
Infectée
-
+
+
+
1
5
Infectée
ND
+
+
+
0
1
Non infectée
+
-
-
-
0
4
Non infectée
-
+
-
+
0
1
Non infectée
-
+
-
-
0
5
Non infectée
-
-
+
+
0
8
Non infectée
-
-
+
=
0
1
Non infectée
-
-
-
+
0
4
Non infectée
-
-
-
-
0
5
Non infectée
-
-
-
=
0
2
Non infectée
-
-
S.O.
-
148
2109
Non infectée
-
ND
-
-
1
48
Non infectée
ND
-
-
-
5
34
Indéterminé
-
+
=
+
0
1
Indéterminé
-
ND
+
+
0
1
AC2 Panther = test Aptima Combo 2 sur le Panther System, Asym = asymptomatique, S.O. = sans objet,
ND = résultat non disponible, Sym = symptomatique.
Le symbole égal (=) correspond à un résultat équivoque.
Aptima Combo 2 Assay
90
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Performance clinique du Panther System avec des
échantillons extragénitaux
Aptima Combo 2
™
Tableau 34 : État d’infection à GC pour l’évaluation de performance dans les échantillons pharyngés sur
écouvillon
État des symptômes
pharyngés
Échantillons
pharyngés
État d’infection
TAAN1
TAAN 2
TAAN 3
AC2 Panther
Sym
Asym
Infectée
+
+
+
+
1
3
Infectée
+
+
+
-
0
2
Infectée
+
+
-
-
0
4
Résultats du test
Infectée
+
+
S.O.
+
36
135
Infectée
+
-
+
+
2
14
Infectée
+
-
+
-
0
2
Infectée
+
ND
+
+
0
2
Infectée
-
+
+
+
0
2
Non infectée
+
-
-
+
0
4
Non infectée
+
-
-
-
1
15
Non infectée
+
-
-
=
1
0
Non infectée
-
+
-
+
0
2
Non infectée
-
+
-
-
0
4
Non infectée
-
+
-
=
1
0
Non infectée
-
-
+
+
2
3
Non infectée
-
-
+
=
0
1
Non infectée
-
-
-
+
0
14
Non infectée
-
-
-
-
1
7
Non infectée
-
-
S.O.
-
260
2049
Non infectée
-
ND
-
-
0
5
Non infectée
ND
-
-
-
0
9
Indéterminé
+
-
=
+
0
1
Indéterminé
+
-
=
-
1
0
Indéterminé
ND
-
+
-
0
1
AC2 Panther = test Aptima Combo 2 sur le Panther System, Asym = asymptomatique, S.O. = sans objet,
ND = résultat non disponible, Sym = symptomatique.
Le symbole égal (=) correspond à un résultat équivoque.
Aptima Combo 2 Assay
91
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique du Panther System
Performance analytique du Panther System
Étude de reproductibilité
La reproductibilité du test Aptima Combo 2 a été évaluée dans deux laboratoires américains
externes et chez Hologic à l’aide du Panther System. Les tests ont été effectués sur une
période de six jours à l’aide de deux lots de kit de réactifs et par six utilisateurs au total
(deux à chaque site). Les membres du panel de reproductibilité ont été créés en utilisant des
échantillons cliniques d’urine. Les membres du panel positifs pour CT et GC ont été créés en
utilisant des échantillons de personnes naturellement infectées ou des échantillons positifs
pour CT et/ou GC groupés ayant été dilués avec un volume provenant d’échantillons négatifs
groupés afin d’obtenir des membres du panel ayant des gammes RLU cibles moyennes
attendues (positives ou faiblement positives).
Le Tableau 35 présente, pour chaque membre du panel, les données de RLU pour ce qui est
des valeurs moyennes, de l’écart-type (SD) et du coefficient de variation (CV) entre sites,
entre utilisateurs, entre lots, entre séries, au sein d’une même série et de manière globale.
Le pourcentage de concordance avec les résultats attendus est également présenté. Les
échantillons ayant des résultats valides ont été inclus dans les analyses.
Tableau 35 : Données de reproductibilité du Panther System
Membre du
panel
CT/GC
Concor- Concord.
dants/N
(%)
Nég./Nég.
Pos./Nég.
Faible/Nég.
Nég./Pos.
Nég./Faible
Pos./Pos.
108/108
107/108
107/1071
108/108
103/108
107/1071
100
99,1
100
100
95,4
100
Entre
Entre
Entre
Entre
Dans une
Total
sites
utilisateurs
lots
séries
séries
ET
CV
ET
CV
ET
CV
ET
CV
ET
CV
ET
CV
(x 1 000) (%) (x 1 000) (%) (x 1 000) (%) (x 1 000) (%) (x 1 000) (%) (x 1 000) (%)
5,5
0,0
0,0
0,0
0,0
0,6
11,3
0,3
5,5
0,6
10,4
0,9
16,3
1049,5
27,2
2,6
53,4
5,1
0,0
0,0
42,7
4,1 115,9 11,0 137,3 13,1
637,0
20,4
3,2
34,4
5,4
38,5
6,0
38,4
6,0 153,5 24,1 167,7 26,3
1170,9
32,7
2,8
6,6
0,6
32,4
2,8
17,5
1,5
24,5
2,1
55,4
4,7
354,9
58,6 16,5 65,6 18,5
0,0
0,0
0,0
0,0 178,7 50,3 199,1 56,1
2180,8
52,4
2,4
0,0
0,0
0,0
0,0
55,4
2,5
78,0
3,6 109,1 5,0
Moyenne
RLU
(x 1 000)
Concord. = concordance, CV = coefficient de variation, Faible = faiblement positif, N = nombre de membres du panel,
Nég. = négatif, Pos. = positif, SD = écart-type.
1
Un résultat invalide a été exclu de l’analyse.
Remarque : La variabilité découlant de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la
variabilité due à ces facteurs est très faible. Si tel est le cas, la variabilité mesurée avec l’écart-type et le % CV est fixée à zéro.
Étude de sensibilité analytique
La sensibilité analytique du test Aptima Combo 2 a été évaluée en utilisant des échantillons
d’urine traités avec un milieu de transport d’urine (UTM), des échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt dilué avec un milieu de transport de l’écouvillon (STM), des échantillons
vaginaux sur écouvillon et des échantillons STM. Les panels ont été conçus en incorporant
les organismes CT et GC dans des pools de ces quatre matrices à 0,25 IFU/mL ou à
2,5 IFU/mL pour CT, ou à 12,5 CFU/mL ou à 125 CFU/mL pour GC. Ces panels ont été
testés sur trois Panther Systems avec deux lots de réactifs pendant quatre jours pour un
total de 60 réplicats par membre du panel. La concordance avec les résultats attendus a été
calculé. La concordance avec les résultats attendus était de 100 % (IC de 95 % 95,7 100 %) pour tous les panels d’urine, tous les panels de frottis en milieu liquide PreservCyt,
tous les panels des écouvillons vaginaux et tous les panels STM. La sensibilité analytique du
test Aptima Combo 2 était de 2,5 IFU/mL pour CT et de 125 CFU/mL pour GC.
Aptima Combo 2 Assay
92
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique du Panther System
Études de contamination par transfert pour le Panther System
Une étude analytique échelonnée a été réalisée en utilisant des panels ensemencés sur trois
Panther Systems. La contamination de transfert a été évaluée en répartissant des
échantillons avec un titre élevé de GC parmi les échantillons négatifs (environ 20 % du total).
Les séries comprenaient des regroupements d’échantillons fortement positifs et des
regroupements d’échantillons négatifs ainsi que des échantillons fortement positifs isolés
répartis dans la série. Des échantillons à titre élevé ont été créés avec de l’ARNr de Des
échantillons à titre élevé ont été créés avec de l’ARNr de GC ensemencé dans du STM pour
donner une concentration finale équivalente à 2,5 x 105 CFU/mL. L’analyse a été réalisée
pour 5 séries sur chacun des trois Panther Systems. Le taux de contamination de transfert
a été calculé à partir de 2 938 résultats négatifs valides au total. Le taux de contamination de
transfert global était de 0 % avec un intervalle de confiance de 95 % de 0 à 0,1 %.
Types d’échantillons extragénitaux (échantillons pharyngés et rectaux sur écouvillon)
Résumé
Globalement, les données cliniques et analytiques présentées ci-dessous permettent de valider
l’utilisation du test Aptima Combo 2 afin de vérifier des échantillons rectaux et pharyngés sur
écouvillon pour la détection qualitative et la différenciation du RNA ribosomique (ARNr) de
Chlamydia trachomatis (CT) et/ou de Neisseria gonorrhoeae (GC) afin de faciliter le
diagnostic des infections à Chlamydia et/ou gonococciques de l’appareil génito-urinaire.
Sensibilité analytique
Le seuil de détection de 95 % pour les échantillons extragénitaux sur écouvillon avec le test
Aptima Combo 2 a été déterminé pour les écouvillons pharyngés et rectaux. Deux sérotypes
CT (E et G) et deux isolats cliniques GC ont été ensemencés dans les pools de ces
écouvillons. Les panels ont été testés sur deux Panther Systems au moyen d’un lot de
réactifs dans les réplicats d’au moins 20 pendant huit jours.
Le seuil de détection de 95 % pour les écouvillons pharyngés est de 0,005 IFU/mL (IC à
95 % : 0,003-0,020) pour CT et de 0,10 CFU/mL (IC à 95 % : 0,09-0,12) pour GC. Le seuil
de détection de 95 % pour les écouvillons rectaux est de 0,007 IFU/mL (IC à 95 % : 0,0050,023) pour CT et de 0,10 CFU/mL (IC à 95 % : 0,09-0,12) pour GC.
Réactivité croisée des micro-organismes
Pour la liste des micro-organismes ayant fait l’objet d’un test de réactivité croisée dans les
échantillons urogénitaux, consulter le Tableau 15. Pour la liste des micro-organismes ayant
fait l’objet d’un test de réactivité croisée dans les échantillons pharyngés et rectaux sur
écouvillon, consulter le Tableau 16.
Substances potentiellement interférentes
Les substances interférentes suivantes susceptibles de se trouver dans les écouvillons
extragénitaux ont été ensemencées individuellement dans du STM : médicament pour
herpès labial, baumes à lèvres, crème pour les hémorroïdes, matières fécales humaines,
antitussifs, pâtes à dents, rince-bouche, suppositoire laxatif, médicaments antidiarrhéiques et
antiacides. Toutes ces substances ont été testées pour une interférence éventuelle au test
en l’absence et en présence de CT et de GC pour une concentration équivalente à 3X le
seuil de détection de 95 % associé au type d’échantillon. Les échantillons ensemencés avec
CT et GC ont été positifs à au moins 95 % en présence des substances. Les substances
non ensemencées avec CT ou GC n’ont donné aucun résultat positif.
Aptima Combo 2 Assay
93
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Performance analytique du Panther System
Consulter Performance analytique du Tigris DTS System pour Étude de l’équivalence des
substances interférentes (Tigris DTS System Analytical Performance for Interfering
Substances Equivalence Study) pour des renseignements concernant les substances
potentiellement interférentes dans les échantillons urogénitaux.
Manipulation et stabilité des échantillons
Les données destinées à confirmer les conditions de conservation recommandées pour les
échantillons extragénitaux sur écouvillon ont été générées avec des échantillons sur
écouvillon négatifs groupés. Les pools rectaux et pharyngés ont été ensemencés avec CT et
GC à des concentrations équivalentes à 2X le seuil de détection de 95 % pour chaque type
d’échantillon sur écouvillon. Les échantillons ensemencés ont été conservés à -70 °C, à 20 °C, à 4 °C et à 30 °C. Les échantillons ont été testés aux jours 0, 8, 15, 23, 36 et 60.
Toutes les conditions de test étaient au moins à 95 % positives à la fois pour CT et pour GC
pour toutes les durées et toutes les températures.
Aptima Combo 2 Assay
94
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Bibliographie
Bibliographie
1.
Alexander S et al. 2007. Confirming the Chlamydia trachomatis status of referred rectal specimens. Sex Transm Infect. Jul
83(4):327-9. Epub 2007 2 mai.
2.
Alexander S et al. 2008. Self-taken pharyngeal and rectal swabs are appropriate for the detection of Chlamydia trachomatis and
Neisseria gonorrhoeae in asymptomatic men who have sex with men. Sex Transm Infect. Nov 84(6):488-92.
3.
Bachmann LH et al. 2010. Nucleic Acid Amplification Tests for Diagnosis of Neisseria gonorrhoeae and Chlamydia trachomatis Rectal
Infections. J. Clin. Microbiol. 48(5):1827.
4.
Beem, M. O., and E. M. Saxon. 1977. Respiratory tract colonization and a distinctive pneumonia syndrome in infants infected with
Chlamydia trachomatis. NEJM 296:306-310.
5.
Berger R, Alexander E, Harnisch J et al. 1979. Etiology, manifestations and therapy of acute epiddymitis: prospective study of 50
cases. J Urol, 121(6), 750-754.
6.
Buimer, M., G. J. J. Van Doornum, S. Ching, P. G. H. Peerbooms, P. K. Plier, D. Ram, et H. H. Lee. 1996. Detection of Chlamydia
trachomatis and Neisseria gonorrhoeae by Ligase chain reaction-based assays with clinical specimens from various sites:
implications for diagnostic testing and screening. J. Clin. Microbiol. 34:2395-2400.
7.
Cates, Jr., W., et J. N. Wasserheit. 1991. Genital chlamydia infections: epidemiology and reproductive sequelae. Am. J. Obstet.
Gynecol. 164:1771-1781.
8.
Centers for Disease Control and Prevention. 2002. Screening Tests to Detect Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae
infections. United States Morbid. and Mortal. Weekly Rep. 51 (RR-15).
9.
Chan PA, Robinette A, Montgomery M, Almonte A, Cu-Uvin S, Lonks JR, et al. Extragenital infections caused by Chlamydia
trachomatis and Neisseria gonorrhoeae: A review of the literature. Infect Dis Obstet Gynecol. 2016; 2016:5758387.
10. Choudhri Y, Miller J, Sandhu J, Leon A, Aho J. Sexually Transmitted Infections 2010–2015. Canada Communicable Disease
Report 2018;44(2):49-54. https://doi.org/10.14745/ccdr.v44i02a03.
11. Chernesky, M. A., D. Jang, J. Sellors, K. Luinstra, S. Chong, S. Castriciano, et J. B. Mahony. 1996. Urinary inhibitors of
polymerase chain reaction and Ligase chain reaction and testing of multiple specimens may contribute to lower assay sensitivities for
diagnosing Chlamydia trachomatis infected women. Mol. Cell. Probes. 11:243-249.
12. Ching, S., H. Lee, E. W. Hook, III, M. R. Jacobs, et J. Zenilman. 1995. Ligase chain reaction for detection of Neisseria gonorrhoeae
in urogenital swabs. J. Clin. Microbiol. 33:3111-3114.
13. Chong, S., D. Jang, X. Song, J. Mahony, A. Petrich, P. Barriga, et M. Chernesky. 2003. Specimen processing and concentration
of Chlamydia trachomatis added can influence false-negative rates in the LCx assay but not in the Aptima Combo 2 assay when
testing for inhibitors. J. Clin. Microbiol. 41:778-782.
14. Cosentino LA et al. 2012. Use of nucleic acid amplification testing for diagnosis of anorectal sexually transmitted infections. J Clin
Microbiol. Jun 50(6): 2005-2008.
15. Crotchfelt, K. A., B. Pare, C. Gaydos, et T. C. Quinn. 1998. Detection of Chlamydia trachomatis by the Hologic AMPLIFIED
Chlamydia Trachomatis assay (AMP CT) in urine specimens from men and women and endocervical specimens from women. J. Clin.
Microbiol. 36:391-394.
16. Farrel, D. J. 1999. Evaluation of AMPLICOR Neisseria gonorrhoeae PCR using cppB nested PCR and 16S ARNr PCR. J. Clin.
Microbiol. 37:386-390.
17. Freeman AH et al. 2011. Evaluation of self-collected versus clinician-collected swabs for the detection of Chlamydia trachomatis and
Neisseria gonorrhoeae pharyngeal infection among men who have sex with men. Sex Transm Dis. Nov 38(11):1036-1039.
18. Frommell, G. T., R. Rothenberg, S. Wang, and K. McIntosh. 1979. Chlamydial infection of mothers and their infants. Journal of
Pediatrics 95:28-32.
19. Gaydos, C. A., T.C. Quinn, D. Willis, A. Weissfeld, E. W. Hook, D. H. Martin, D. V. Ferraro, et J. Schachter. 2003. Performance of
the Aptima Combo 2 assay for detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in female urine and endocervical swab
specimens. J. Clin. Microbiol. 41:304-309.
20. Geiger R et al. 2016. Investigation of the GeneXpertCT/NG assay for use with male pharyngeal and rectal swabs. Int J STD AIDS.
Août.
21. Goessens, W. H. F., J. W. Mouton, W. I. Van Der Meijden, S. Deelen, T. H. Van Rijsoort-Vos, N. L. Toom, H. Verbrugh, et R. P.
Verkooyen. 1997. Comparison of three commercially available amplification assays, AMP CT, LCx, and COBAS AMPLICOR, for
detection of Chlamydia trachomatis in first-void urine. J. Clin. Microbiol. 35:2628-2633.
22. Harryman L et al. 2012. Comparative performance of culture using swabs transported in Amies medium and the Aptima Combo 2
nucleic acid amplification test in detection of Neisseria gonorrhoeae from genital and extra-genital sites: a retrospective study. Sex
Transm Infect. Feb 88(1):27-31.
23. Holmes, K. K., G. W. Counts, et H. N. Beatz. 1971. Disseminated Gonococcal infection. Ann. of Intern. Med. 74:979-993.
24. Holmes, K. K., H. H. Handsfield, S. P. Wang, B. B. Wentworth, M. Turck, J. B. Anderson, et E. R. Alexander. 1975. Etiology of
nongonococcal urethritis. NEJM 292:1199-1205.
25. Hook, E. W., III, et H. H. Handsfield. 1999. Gonococcal infections in the adult. p. 458. In K. Holmes et al. (eds.) Sexually Transmitted
Diseases. McGraw Hill, New York, NY.
26. Jaschek, G., C. A. Gaydos, L. E. Welsh, et T. C. Quinn. 1993. Direct detection of Chlamydia trachomatis in urine specimens from
symptomatic and asymptomatic men by using a rapid polymerase chain reaction assay. J. Clin. Microbiol. 31:1209-1212.
Aptima Combo 2 Assay
95
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Bibliographie
27. Krauss, S. J., R. C. Geller, G. H. Perkins, et D. L. Rhoden. 1976. Interference of Neisseria gonorrhoeae growth by other bacterial
species. J. Clin. Microbiol. 4:288-295.
28. Laboratory Diagnosis of Sexually Transmitted Infections. Canadian Guidelines on Sexually Transmitted Infections. Public Health
Agency of Canada, January 2018. https://www.canada.ca/en/public-health/services/infectious-diseases/sexual-health-sexuallytransmitted-infections/canadian-guidelines/sexually-transmitted-infections/canadian-guidelines-sexually-transmitted-infections-18.html.
29. Mahony, J., S. Chong, D. Jang, K. Luinstra, M. Faught, D. Dalby, J. Sellors, et M. Chernesky. 1998. Urine specimens from
pregnant and nonpregnant women inhibitory to amplification of Chlamydia trachomatis nucleic acid by PCR, Ligase chain reaction,
and transcription-mediated amplification: identification of urinary substances associated with inhibition and removal of inhibitory
activity. J. Clin. Microbiol. 36:3122-3126.
30. Mahto M., Mallinson H. 2012. Response to ’Comparative performance of culture using swabs transported in Amies medium and the
Aptima Combo 2 nucleic acid amplification test in detection of Neisseria gonorrhoeae from genital and extra-genital sites: a
retrospective study. Sex Transm Infect. Apr; 88(3):211.
31. Masi, A. T., et B. I. Eisenstein. 1981. Disseminated Gonococcal Infections (DGI) and Gonococcal Arthritis (GCA): II Clinical
Manifestations, Diagnosis, Complications, Treatment and Prevention. Semin. Arthritis Rheum. 10:173.
32. McCurdy, Brenda W. 1997. Cumitech Guide on Verification and Validation of Procedures in the Microbiology Laboratory. February,
1997, American Society for Microbiology. ASM Press.
33. Moncada J et al. 2009. Evaluation of self-collected glans and rectal swabs from men who have sex with men for detection of
Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae by use of nucleic acid amplification tests. J Clin Microbiol. Jun 47(6): 1657-62.
34. National Committee for Clinical Laboratory Standards. 1999. NCCLS EP5-A: Evaluation of Precision Performance of Clinical
Chemistry Devices; Approved Guideline (Vol. 19, No. 2).
35. National Committee for Clinical Laboratory Standards. 2002. User Protocol for Evaluation of Qualitative Test Performance:
Approved Guideline for additional Guidance on Appropriate Internal Quality Control Testing Practices.
36. National Committee for Clinical Laboratory Standards. 2004. NCCLS EP5-A2: Evaluation of Precision Performance of
Quantitative Measurement Methods: Approved Guideline (2nd edition, Vol. 24, No. 25)
37. Ota KV et al. 2009. Detection of Neisseria gonorrhoeae and Chlamydia trachomatis in pharyngeal and rectal specimens using the
BD Probetec ET system, the Hologic Aptima Combo 2 assay and culture. Sex Transm Infect. Jun 85(3):182-6.
38. Papp JR et al. 2007. The use and performance of oral-throat rinses to detect pharyngeal Neisseria gonorrhoeae and Chlamydia
trachomatis infections. Diagn Microbiol Infect Dis. Nov 59(3):259-264. Epub 2007 Jul 26.
39. Peterson E. M., V. Darrow, J. Blanding, S. Aarnaes, et L. M. de La Maza. 1997. Reproducibility problems with the AMPLICOR
PCR Chlamydia trachomatis test, J. Clin. Microbiol. 35:957-959.
40. Schachter, J. 1985. Chlamydiae (Psittacosis-Lymphogranuloma Venereum-Trachoma group), p. 856-862. In E. H. Lennette, et al.
(ed.), Manual of Clinical Microbiology, 4th ed. American Society for Microbiology, Washington, D.C.
41. Schachter, J., et M. Grossman. 1981. chlamydial infections. Ann. Rev. Med. 32:45-61.
42. Schachter, J. 1978. Medical progress: chlamydial infections (third of three parts). NEJM 298:540-549.
43. Schachter, J., E. C. Hill, E. B. King, V. R. Coleman, P. Jones, and K. F. Meyer. 1975. Chlamydial infection in women with cervical
dysplasia. Am. J. Obstet. Gynecol. 123:753-757.
44. Schachter J et al. 2008. Nucleic acid amplification tests in the diagnosis of chlamydial and gonococcal infections of the oropharynx
and rectum in men who have sex with men. Sex Transm Dis. Jul 35(7):637-642.
45. Sexton ME et al. 2013. How reliable is self-testing for gonorrhea and chlamydia among men who have sex with men? J Fam Pract.
Feb 62(2):70-78.
46. Stary, A., E. Schuh, M. Kerschbaumer, B. Gotz, et H. Lee. 1998. Performance of transcription-mediated amplification and Ligase
chain reaction assays for detection of chlamydial infection in urogenital samples obtained by invasive and noninvasive methods. J.
Clin. Microbiol. 36:2666-2670.
47. Toye, B., W. Woods, M. Bobrowska, et K. Ramotar. 1998. Inhibition of PCR in genital and urine specimens submitted for
Chlamydia trachomatis testing. J. Clin. Microbiol. 36:2356-2358.
48. Turner AN et al. HIV, rectal chlamydia, and rectal gonorrhoeae in men who have sex with men attending a sexually transmitted
disease clinic in a Midwestern US city. Sex Transm Dis. Jun 40(6):433-438.
49. Turra M et al. 2015. Detection and Confirmation of Neisseria gonorrhoeae Infections in Genital and Extragenital Samples using
Aptima Assays on the Panther™ Instrument. Microbiol Pathol. 1(2): 018.
50. Verkooyen, R. P., A. Luijendijk, W. M. Huisman, W. H. F. Goessens, J. A. J. W. Kluytmans, J. H. Rijsoort-Vos, et H. A.
Verbrugh. 1996. Detection of PCR inhibitors in cervical specimens by using the AMPLICOR Chlamydia trachomatis assay. J. Clin.
Microbiol. 34:3072-3074.
51. Vincelette, J., J. Schirm, M. Bogard, A. Bourgault, D. Luijt, A. Bianchi, P. C. Van Voorst Vader, A. Butcher, et M. Rosenstraus.
1999. Multicenter evaluation of the fully automated COBAS AMPLICOR PCR test for detection of Chlamydia trachomatis in urogenital
specimens. J. Clin. Microbiol. 3:74-80.
52. Yuan, Y., Y-X. Zhang, N. G. Watkins, et H. D. Caldwell. 1989. Nucleotide and deduced amino acid sequences for the four variable
domains of the major outer membrane proteins of the 15 Chlamydia trachomatis serovars. Infect. Immun. 57:1040-1049.
Aptima Combo 2 Assay
96
502487FC Rev. 004
Aptima Combo 2
™
Bibliographie
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